Коту внутримышечно: Страница не найдена

Инфузионная терапия кошек и собак: цели, показания, осложнения

Инфузионная терапия — один из наиболее важных и распространённых методов поддерживающей терапии у кошек и собак, применяющийся при очень широком спектре заболеваний и патологических состояний.

В ветеринарной практике метод состоит во введении лекарственных растворов (как правило, подкожном или внутривенном) в организм. Применяется при нарушениях водно-электролитного, кислотно-щелочного баланса.

Цели инфузионной терапии

В здоровом организме органы и системы работают согласованно, соотношение воды, электролитов, прочих веществ, составляющих плазму крови, является постоянным — это состояние называется гомеостазом — постоянством внутренней среды. При воздействии травмирующих факторов это соотношение может нарушаться, что вызывает целую цепь нарушений в работе организма.

Цель инфузионной терапии — путём введения необходимых веществ и лекарственных препаратов добиться максимально возможного восстановления естественного водно-электролитного и кислотно-щелочного равновесия, чтобы обеспечить наиболее эффективную работу органов и систем и минимизировать воздействие повреждающих факторов.

Помимо этого инфузионная терапия может влиять на кровоснабжение — количество и текучесть крови, что важно, так как при нарушении циркуляции крови ткани начинают испытывать недостаток кислорода и питательных веществ и интоксикацию продуктами химических процессов, происходящих в клетках. Благодаря поступлению лекарственных растворов выводятся токсические вещества, попавшие извне или образовавшиеся внутри организма.

Кроме того, некоторые необходимые для лечения препараты могут вводиться животному исключительно внутривенно, такому пациенту в любом случае будет показана инфузионная терапия.

Показания к проведению инфузионной терапии

Существует множество показаний к применению инфузионной терапии. Состояния, при которых показано её применение, это:

• обезвоживание. Диарея, рвота, нарушение выведения жидкости почками и другие состояния могут вызвать интенсивную потерю воды организмом, не успевающую восполняться. В таком случае животному показано введение больших объёмов растворов для компенсации быстрой потери жидкости;
• шок. В состоянии шока пациенту необходимо срочное введение больших объёмов кристаллоидов, коллоидов или других растворов для заполнения пространства внутри сосудов и усиления недостаточного кровообращения;
• хирургическое вмешательство. Когда животное находится под анестезией во время операции, нормальные процессы поддержания постоянства внутренней среды нарушаются. Капельница кошке или собаке необходима для восстановления нормального венозного кровообращения, восполнения недостатка жидкости, возникающего в процессе операции, во время которой животное не может пить, коррекции воздействия препаратов, используемых для анестезии;
• интоксикация. При рвоте и диарее организм теряет большое количество жидкости, а также ряд электролитов, таких как хлориды, калий, натрий, бикарбонаты, кроме того, нарушается всасывание воды и минеральных веществ в кишечнике, что также приводит к обезвоживанию, гипонатриемии, гипокалиемии и т.д. Кроме того, при отравлениях и инфекционных заболеваниях поступление большого количества воды способствует более быстрому выведению отравляющих веществ, попавших в организм, или образовавшихся в результате жизнедеятельности патогенных микроорганизмов;
• травмы различной природы. Травмы часто ведут к значительной потере крови, и инфузионная терапия известна как безопасный метод восстановления объёма жидкости, циркулирующей в организме. Этот метод применялся до появления надёжных методик переливания крови, до сих пор широко используется и в ряде случаев может давать очень хорошие результаты;
• нарушение поступления в организм питательных веществ. Если животное по каким-то причинам не способно есть самостоятельно, применяется так называемое «парентеральное» (внутривенное) питание, призванное дать возможность организму получить необходимые питательные вещества;
• нарушение количества и соотношения жизненно важных веществ в организме. При ряде заболеваний состав внутренней среды может меняться, в этом случае инфузионная терапия должна помочь восполнить недостающее количество необходимых веществ или восстановить их баланс путём введения вещества, обладающего противоположным действием.

Таким образом, можно сказать, что введение в организм растворов показано для лечения очень широкого спектра заболеваний: инфекционных (для восполнения утраченной жидкости и электролитов и выведения токсических соединений), хронических (для нормализации баланса веществ, составляющих биологические жидкости), травм, интоксикаций и т. д.

Подкожная инфузия

Подкожная инфузия может проводиться кошка и собакам, не нуждающимся во введении больших объёмов жидкости; не подходит крупным животным, собакам и кошкам, находящимся в тяжёлом состоянии, имеющим выраженное обезвоживание. Обычно рекомендуется при подострых состояниях и хронических заболеваниях. Подкожно вводятся только растворы, не раздражающие ткани.

Введение растворов производится с помощью шприца большого объёма и инъекционной иглы (обычно иглы-бабочки) в пространство между кожей и подлежащими тканями, как правило, в области холки. В месте введения раствора образуется припухлость, при прикосновении можно почувствовать жидкость под кожей. В течение нескольких часов, по мере потребления организмом недостающих веществ, припухлость уменьшается, а потом и вовсе исчезает.

Внутривенная инфузия

Наиболее распространённый и наиболее предпочтительный вариант введения в организм растворов, называемый обычно «капельницей». Применяется для кошек и собак в тяжёлом состоянии, при быстром и резком обезвоживании, остром течении заболеваний и в других случаях. Позволяет вводить заданное количество раствора за единицу времени, в том числе очень длительно, в течение многих часов, не доставляет дискомфорта животному, безболезненно для него.

Вводимые лекарственные средства быстро поступают в организм и распределяются в нём. Однако в то же время для проведения внутривенной инфузии требуется постоянный мониторинг состояния пациента, зачастую необходимо длительное нахождение в стационаре ветеринарной клиники, нужен доступ в венозное русло. Для проведения подобной инфузии пациенту устанавливают внутривенный катетер, с которым ему нужно будет ходить всё время, пока не отпадёт надобность во введении растворов и лекарственных препаратов, менять его при этом каждые 5 дней. Вводиться раствор может как с помощью капельницы (в основном, необходима такая капельница собаке крупных размеров, которой нужен большой объём жидкости), так и с помощью инфузомата — аппарата, который обеспечивает введение строго определённого количества раствора в единицу времени.

Иногда растворы и препараты могут вводиться не капельно, а струйно — напрямую шприцом во внутривенный катетер, такой способ применяется в том случае, если пациенту нужно получить только препараты, а не большой объём растворов.

Основные растворы для проведения инфузионной терапии

Растворы, предназначенные для проведения инфузионной терапии, подразделяются на кристаллоидные и коллоидные. Кристаллоидные растворы представляют собой водный раствор ионов и органических компонентов буферных систем крови. Зачастую они содержат кальций, натрий и магний в небольших концентрациях, позволяющих безопасно вводить большое количество раствора в течение короткого времени.

Внутривенное введение подобных растворов помогает быстро восстановить объём жидкости внутри сосудов. В дальнейшем жидкость выходит из просвета сосудов и распределяется в тканях. Кристаллоидные растворы бывают изо-, гипо- и гипертоническими. Гипертонические растворы вызывают выход жидкости из клеток в кровяное русло, что увеличивает объём жидкости в просвете сосуда. Раствора для этой цели необходимо небольшое количество, что очень удобно, когда животному требуется быстро восстановить нормальное кровообращение. Кроме того, гипертонические растворы способны оказывать благотворное влияние на некоторые физиологические показатели и параметры иммунной системы.

Наиболее распространённые растворы этой группы: натрия хлорид 7,5%, 10%, маннитол 25%, глюкоза 10%, 40%. Гипотонические растворы имеют обратное действие – свободная жидкость поступает внутрь клеток. Этот эффект помогает убрать лишнюю воду из тканей и сосудистого русла, например, при начинающихся отёках. Самые часто используемые гипотонические растворы – глюкоза 2,5%, 5%, натрия хлорид 0,25%. Изотонические растворы – наиболее часто используемая группа растворов, их осмолярность равна осмолярности плазмы крови, благодаря чему жидкость не перемещается из клеток в кровеносное русло или в обратном направлении.

Из-за этих свойств подобные растворы можно использовать без опасности нарушить баланс между внутриклеточной и внеклеточной жидкостью. Применяются практически для всех задач инфузионной терапии: восполнения недостатка жидкости, восстановления водно-электролитного, кислотно-щелочного баланса и т.д. К этой группе относятся наиболее часто применяемые растворы: натрия хлорид 0,9% (физиологический раствор), раствор Рингера, стерофундин изотонический.

Коллоидные растворы содержат крупные молекулы органических веществ, вызывают быстрое поступление жидкости в сосуды, не выходя из кровяного русла, при этом надолго её задерживают там. К этой группе относятся декстраны, желатины, гидроксиэтилкрахмалы, а кроме того человеческий сывороточный альбумин. Данные растворы реже используются, чем кристаллоидные, многие из этих препаратов имеют ряд побочных эффектов.

Осложнения от процедуры

Инфузионная терапия — относительно безопасный метод лечения, осложнения, как правило, наступают только при серьёзных врачебных ошибках, в том случае, если не учтены противопоказания к проведению инфузии или состояния, которые влияют на особенности её проведения.

При введении чрезмерного или недостаточного количества растворов может возникнуть дисбаланс жидкости и электролитов в организме (метаболический ацидоз, гипернатриемия, отёки внутренних органов и тканей при перегрузке их жидкостью). К счастью, организм — саморегулирующаяся система, и даже при значительных погрешностях в количестве и свойстве вводимой жидкости, он способен адаптироваться к ним без серьёзных повреждений.

Однако существуют состояния, при которых подобные ошибки очень опасны и могут даже привести к смерти пациента. В первую очередь, это состояния, связанные со скоплением большого количества жидкости в органах и тканях или опасностью их возникновения. При отёке лёгких, головного мозга (или угрозе их возникновения), ряде заболеваний сердца и почек инфузионная терапия должна производиться с большой осторожностью с обязательным контролем состояния пациента.

При некоторых заболеваниях и состояниях, таких как сахарный диабет, острая задержка мочи, сердечная недостаточность, хроническая болезнь почек, анемия, гипопротеинемия, внутривенное введение растворов требует особого внимания и тщательного соблюдения протоколов, важен индивидуальный подход к пациенту.

Уколы коту, кошке и котенку внутримышечно и подкожно (в холку)

Сегодня предлагаем вашему вниманию статью на тему: «уколы коту, кошке и котенку внутримышечно и подкожно (в холку)» от профессионалов для людей. Мы постарались полностью раскрыть тему. Если что-то не понятно, то на все вопросы специалисты готовы ответить в комментариях.

Как сделать кошке укол в холку: пошаговая инструкция и рекомендации

Для каждого любящего хозяина необходимость ставить пушистому питомцу укол кажется настоящей трагедией. Конечно, как же предать бесконечно доверяющее вам существо, схватить, прижать и причинить боль? Не всегда процедура безболезненна и для самого хозяина. Каким бы нежным ни был кот, а в такой ситуации вполне может поцарапать или укусить. Сегодня мы поговорим о том, как сделать кошке укол в холку самостоятельно, причинив ему минимум боли.

В первую очередь смиритесь с мыслью о том, что это необходимость. Причем крайне важная для здоровья вашего любимца. И конечно, не занимайтесь выбором препаратов самостоятельно. Только назначение ветеринарного врача должно выполняться безоговорочно. Кстати, в этом случае специалист на месте объяснит вам, как сделать кошке укол в холку.

Второй шаг – это успокоиться. Животные очень сильно реагируют на ваши эмоции, поэтому, прежде чем начинать гоняться за котом, приготовьте шприц, одеяло, в которое вы закутаете любимца, и сделайте несколько глубоких вдохов. Теперь можете отправляться на поиски больного.

Как правило, ветеринарный врач подробно объясняет, как сделать кошке укол в холку. То есть вам останется только следовать его рекомендациям. Прописывая инъекции, врачи обязательно расскажут, какие брать шприцы. Если же этот момент был упущен из виду, то лучше всего остановить выбор на инсулиновых. Иглы у них тонкие и короткие, они не причинят сильной боли вашему любимцу. Дозировка обычно небольшая, так что размера вполне хватит. Спросите у врача про характер данной инъекции. Для препаратов на масляной основе лучше всего брать шприцы со съемной иголкой. В остальных случаях хорошо подойдут цельные.

Так как сделать кошке укол в холку вам придется самостоятельно от начала и до конца, лучше всё приготовить заранее. В частности, ампулу с лекарством нужно использовать, только если она комнатной температуры. Вынув ее из холодильника, сначала погрейте в ладонях.

Еще до начала процедуры оцените характер своего любимца. Есть среди представителей кошачьего мира мужественные особи, которые вытерпят любую пытку. В таком случае кот, скорее всего, только недовольно встряхнет лапами и уйдет приводить в порядок помятую шерсть. Однако, как и среди людей, встречаются истеричные личности, которые будут царапаться, кусаться и кричать. Именно поэтому важно подготовить пеленку или одеяло, быстро завернуть кота и, пока он ничего не понял, сделать укол. Чем меньше вы будете бояться сами, тем удачнее пройдет процедура.

Многим хозяевам кажется, что внутримышечный укол выполнить проще. На самом деле этого не так. Если вы знаете, как правильно сделать укол кошке в холку, то лишний раз не придется ездить к ветеринарному врачу. Это не говорит о том, что можно лечить животное по своему усмотрению. Но в клинику обычно питомца возят раз в день, в тяжелом состоянии – дважды. А помимо этого, могут потребоваться дополнительные инъекции (еще несколько раз в день). Вот их-то как раз вы и сможете выполнять самостоятельно.

Только на первый взгляд эта процедура является такой страшной. Сделать укол кошке подкожно в холку проще потому, что это место не является слишком чувствительным. Маленького котенка мать поднимает за него, и никогда он не выражает признаков недовольства. Однако проткнуть холку иголкой может быть непросто, особенно если попадете в мышцу.

Но есть еще и физиологические причины выбора места. Подкожно-жировая клетчатка имеет рыхлое строение и хорошую всасывающую способность. Именно поэтому в эту часть тела можно вводить большие объемы жидкости, в частности, масляные растворы. Из-за их медленного всасывания использовать лекарства обязательно в теплом виде и в небольшом количестве.

Подкожно-жировой слой имеет хорошее кровоснабжение, что обеспечивает отличное воздействие на все органы и системы. При этом всасывание происходит быстрее, чем при употреблении через рот, но медленнее, чем при внутримышечном введении.

• Лучше всего, если животное посидит спокойно. Так у вас намного больше шансов выполнить процедуру безболезненно. Так как сделать укол кошке в холку подкожно несложно, можно действовать в одиночку, однако проще будет собраться вдвоем. Один отвлекает животное, гладит и придерживает, а второй быстро делает укол.
• Обеззараживать место введения спиртом не нужно.
• Заполнив шприц лекарством, обязательно закройте его колпачком. Не трогайте иглу руками. Снимать защитный колпачок можно только перед совершением инъекции.
• Препарат должен иметь комнатную температуру.
• Игла вводится не более чем на один сантиметр.

Самое главное – это стерильность, ведь вы не хотите еще больше навредить любимцу своим уколом.

• Тщательно вымойте руки с мылом. После этого открывайте стерильный шприц. Обязательно при каждой инъекции брать новый, иначе вы рискуете внести заражение в ранку.
• Если ампула была открыта ранее, то ее содержимое использовать нельзя. Не подвергайте опасности здоровье кошки.
• Удостоверьтесь, что взяли именно то лекарство, которое нужно.
• Открывайте ампулу.
• Набирайте препарат.
• Выгоняйте воздух из шприца. Для этого, держа его вверх иглой, медленно нажимайте на поршень, пока не покажется первая капля лекарства.

Мы вплотную подошли к тому, как сделать укол кошке в холку. Схема достаточно простая, но требует практических навыков. В первый раз все кажется сложным, но стоит выполнить эту процедуру правильно один раз от начала и до конца, как поймете, что бояться нечего.

1. Оттяните кожу на холке животного. Здесь можно сильно не бояться, наверняка вы это уже делали во время игр с ним, перебирая шелковистую шерстку. На три-четыре сантиметра вверх кожа поднимается совершенно спокойно и безболезненно. Это и будет местом введения лекарства.
2. Теперь пришло время ставить укол коту. Как сделать в домашних условиях эту процедуру наименее болезненной, мы с вами и пытаемся выяснить. Оттянув кожную складку, надавите на нее средним пальцем, чтобы получился карман. Именно сюда и будем вводить препарат.
3. Очень важно правильно держать шприц. Он должен идти параллельно позвоночнику, игла проникает под кожу не более чем на сантиметр. Если вы используете инсулиновый шприц, то можно сильно не переживать по этому поводу. У него игла короткая, поэтому может вводиться почти полностью.
4. Это самый ответственный момент, но теперь вы знаете, как делать укол кошке в холку. Инструкция говорит о том, что в этот момент животное обычно перестает сопротивляться. Игла уже находится под кожей, и можно начинать вводить лекарство.
5. Сейчас самое главное – не торопиться. Чем медленнее выполняется эта процедура, тем менее болезненный сам процесс. Для примера, 20 мл лекарства вводится около двух минут. Рассчитать пропорцию совсем несложно.
6. Внимательно следите за процессом. Если шерсть возле места укола начала мокреть, значит, вы не прокололи кожу, и лекарство не попало куда нужно.
7. Вынимая иглу, несколько минут подержите животное на руках, успокаивая его. Проводить дезинфекцию ранки не требуется, но если вам от этого будет спокойней, то возьмите предварительно в аптеке хлоргексидин.
8. После окончания процедуры нужно слегка помассировать место укола, чтобы лекарство разошлось.

Мы детально рассмотрели, как правильно сделать в холку укол кошке. Инструкция подчеркивает, что это самый простой способ медицинской помощи животному, который с легкостью освоит каждый хозяин. Однако местом введения лекарства может быть не только холка. Аналогичную процедуру можно выполнять на любом участке тела животного, где достаточно хорошо оттягивается кожа и имеется развитая подкожная клетчатка. Однако холка выигрывает в том плане, что здесь наименьшее количество нервных окончаний.

Нет ничего проще, как делать укол в холку кошке. Как поставить укол в мышцу – это уже вопрос более сложный. Обычно такими процедурами занимается ветеринарная медсестра. Однако бывают случаи, когда помощь нужна немедленно, а время суток или расстояние не позволяет быстро вызвать специалиста.

• Итак, для внутримышечного введение не рекомендуется большой объем лекарственного средства. Обычно это не более 1.5 мл.
• Отройте ампулу, достаньте стерильный шприц и наберите в него лекарство.
• Теперь важно определить место для укола. Для этого слегка оттяните заднюю лапу и нащупайте мышцу. Она перекатывается под пальцами. Лучшее место – это середина бедра.
• Обязательно прощупайте пальцами косточку. Это важно, чтобы, определив место введения препарата, хозяин не попал в нее иглой.

Эта процедура переносится тяжелее, так как является болезненной. Однако в вашей власти сделать все правильно, тогда дискомфорт будет непродолжительным.

• Шприц нужно взять в руку так, чтобы потом не перехватывать.
• Само движение должно быть быстрым, резким и точным. Чем медленнее входит игла в мышцу, тем больнее. Часто животные очень терпеливые. Это объясняется тем, что болевой порог у них выше, чем у человека. Но не стоит этим злоупотреблять.
• Правильное направление иглы – с задней стороны лапы. Вводится она под углом 45 градусов, не более чем на 1 см.
• После того как прокол выполнен, торопиться не стоит. На каждый мл раствора потребуется не менее 3 секунд. При этом каждый последующий мл вводится медленней, уже за 6-8 секунд.

Если кошка сильно напряжена, постарайтесь ее успокоить до процедуры. Погладьте и поставьте перед ней тарелку с лакомством. Можно делать укол и в переднюю лапу, но здесь мышца меньше, и вам будет намного сложнее. Сразу после введения препарата кошку можно отпустить. Если требуется несколько аналогичных инъекций, то каждый раз меняйте лапу, в которую будете вводить лекарство.

Освоить технику уколов совсем несложно, достаточно один раз выполнить их на практике. Однако не стоит злоупотреблять своим умением. Назначать препараты, дозировку и длительность терапии должен только ветеринарный врач. Следуя его рекомендациям, вы можете выполнить некоторые процедуры дома, самостоятельно. Соблюдая приведенную инструкцию, вы не навредите своему любимцу и быстро пройдете полный курс лечения.

Как сделать подкожный укол кошке: подробная инструкция для владельцев

Сможете ли вы сделать кошке подкожный укол? Конечно, сможете, если не будете бояться и воспользуетесь нашей инструкцией. Поверьте, эти навыки обязательны для каждого владельца, который решился принести в дом пушистый комочек. Вы в ответе за своего питомца, а животные, к сожалению, тоже болеют.

Поставить укол кошке подкожно в домашних условиях может каждый человек, который «подкован» теоретически. Даже если вы никогда не держали в руках шприц, сложного в этой процедуре ничего нет и поверьте, все получиться. Не имея опыта, не стоит, точнее, категорически запрещается, делать внутривенные инъекции. Подкожно и внутримышечно вводятся более-менее безопасные для тканей препараты, внутривенно же колются растворы, которые могут обжечь кожу и мышцы, привести к некрозу и сепсису.

Получая назначения от ветеринара, уточните что именно указано в дозировке: действующее вещество препарата или сам препарат. Во втором случае, вам нужно уточнить в какой дозировке нужно приобретать лекарство. Большинство препаратов состоят из лекарства не на 100%, проще говоря, они разбавлены. Кроме того, ряд препаратов имеет более доступные аналоги, которые могут отличаться по дозировке.

Подкожное введение препарата, это один из способов быстрой доставки действующего вещества непосредственно в кровь животного. Оральный прием препаратов менее эффективен, поскольку лекарство проходит пищеварительную систему и всасывается из кишечника. В то же время при оральном приеме и передозировке, у владельца есть шансы исправить проблему. Если же превышенная доза лекарства введена непосредственно под кожу или в мышцу, она полностью усвоиться и животное пострадает от передозировки.

Следующий важный момент – это объем вводимого препарата. Иногда, кошкам назначают инъекции по 5 мл и больше. В одно место, большой объем жидкости вводить не рекомендуется, поскольку это может привести к разрыву тканей и образованию шишек. При введении лекарства, которое печет или приносит другой дискомфорт, велика вероятность раздражения тканей и воспаления.

Всегда проверяйте, предназначен ли препарат для подкожного введения, эти подробности указаны в инструкции, пункт «Применение и дозировки».

Правильно сделать кошке подкожный укол – это, порой, единственный способ оказать помощь. Однако паникуя и волнуясь, многие владельцы совершают, казалось бы, элементарные ошибки. Несколько важных моментов:

• Строго следуйте назначениям врача и дозировкам.
• Укол, сделанный неправильно, не будет иметь нужного эффекта, значит, курс лечения будет прерван.
• Не докалывайте препарат, если вам показалось, что вы ввели неполную дозу.
• Не увеличивайте дозировку, если нет положительных тенденций, только врач может корректировать лечение.
• Не вводите никакие препараты в дополнение к основному, если они не назначены ветеринаром.

В подготовительный этап входит три основных шага: выбор шприца, подготовка ампулы и забор препарата. Если ветеринар не порекомендовал вам объем шприца, действуем по следующему алгоритму:

• Для жидких и однородных препаратов берем шприц нужного объема, иглу со шприца на 2 мл.
• Для масляных и порошковых препаратов берем шприц нужного объема, иглу со шприца на 3 мл.
• Если назначенный объем укола не превышает 1 мл и кошка не крупная – берем инсулиновый шприц.

Совет: покупайте шприцы с резиновыми насадками на поршнях, они более удобны для плавного введения препарата.

Инсулиновый шприц – это, казалось, бы самый гуманный выбор, но есть несколько нюансов. Первый минус – это объем, то есть если инъекция подразумевает введение более 1 мл, нужно сделать несколько уколов. Крупные и сильные кошки могут погнуть или сломать иглу инсулинового шприца мышцей или резким рыком. Чем больше кошка, тем «грубее» у нее холке, то есть игла может не проколоть кожу.

Выбирайте шприц строго по объему инъекции, чем он меньше, тем удобнее делать укол и тем тоньше у него игла.

Следующий шаг – это подготовка ампулы. В идеале, перед каждым уколом нужно вскрывать новую ампулу и набирать препарат, а остатки утилизировать. По факту, некоторые лекарства стоят солидных денег, а объема ампулы хватает на 2–3 инъекции. Заранее проконсультируйтесь с врачом можно ли хранить остаток препарата и как это правильно сделать. По стандартной схеме, которая актуальна для большинства лекарств, после вскрытия ампулы препарат набирают в несколько шприцев и хранят до 72 часов в холодильнике. Некоторые препараты окисляются в течение 24 после контакта с кислородом, внимательно читайте инструкцию!

Перед вскрытием ампулы еще раз просматриваем инструкцию, нужно:

• Сравнить название, если на ампуле нет названия – не используйте ее.
• Проверить срок годности на ампуле, поскольку случается, что в одну коробку попадают лекарства, выпущенные в разные временные сроки.
• Сравнить пункт «Описание препарата» с тем, что находиться в ампуле. Большинство медикаментов имеют типичное описание: однородная жидкость без включений и осадка. Отличия есть в инструкциях препаратов, которые изготавливаются на масляной основе или разводятся из порошка.
• Сравнить пункт «Назначение препарата» с назначениями врача, некоторые ветеринарные лекарства для собак могут быть опасны для кошек.

На большинстве ампул вы обнаружите индикаторные пометки – точку или полосу. Такую ампулу просто вскрыть, достаточно надавить на ее носик от себя. Существует и другая вероятность – даже при наличии индикатора, горлышко не отламывается при легком нажатии или индикатора просто нет. В таком случае нужно воспользоваться лезвием для ампул, которое делает глубокую царапину, по которой отламывается горлышко.

Совет: не вскрывайте ампулу голыми руками, воспользуетесь салфеткой, которая частично защити пальцы от порезов, если стекло треснет.

По забору препарата инструкции также достаточно простые:

• Ампулу, горлышко которой меньше 2 мм можно перевернуть, что значительно упростит забор препарата.
• Ампулы с горлышками более 2 мм нужно держать под углом, а иглу в жидкости. Вероятнее всего, воздух вы захватите, но это легко исправить.

Если во время забора препарата в шприц попал воздух, вытягивайте поршень дальше на 0,5–1 деления. Переверните шприц иглой вверх, постучите по нему, когда пузырьки поднимутся, надавите на поршень и выгоните воздух.

При уколе в холку, попадание небольшого количества воздуха в шприц, не имеет особого значения (если речь не идет о большом пузыре).

Все подготовительные этапы и введение самого укола должны проводиться в условиях максимальной чистоты. Ваши руки должны быть чистыми, если речь не идет об оказании помощи «в полях», уделите внимание ногтям и тщательному мытью с мылом. Каждый шприц и игла должны быть новыми, ампула только что открытой. Кожа на месте укола должна быть здоровой и не поврежденной. Главный риск при нарушении правил септики – это занесение инфекции непосредственно под кожу.

Попадание инфекции приводит к раздражению кожи и тканей. Эта реакция может пройти в течение суток, но возможен и более тяжелый вариант – образование свища. Если на холке появилась шишка, в эту область колоть больше нельзя, а за состоянием питомца нужно следить. Рост базовой температуры тела и болезненность, свидетельствуют о развитии гнойного воспаления. Не паникуйте и обратитесь к врачу, обычно такие осложнения хорошо устраняются при своевременном лечении.

Если вы больше не можете колоть кошку в холку, инъекции делают в складку кожи, которая находится сбоку от колена. Вариант более чем приемлем, но нужно понимать, что при уколе в холку, кошка почти не больно, а возле колена, кожа более чувствительна.

Холка кошки покрыта более грубой и толстой кожей, в отличие от остальных частей корпуса. Так сложилось в процессе эволюции, поскольку в драках, кошки кидаются друг другу на спину и удерживают врага зубами. Мать-кошка носит котят за холку по той же причине – это не больно. Чем болезненнее препарат, тем более настоятельно рекомендуем колоть его именно в эту область. Если же на холке есть расчесы или другие раздражения кожи, можно ввести препарат в складку кожи, двигаясь ниже по позвоночнику.

Делая укол питомцу первый раз, лучше заручиться поддержкой еще одного человека. Даже самые спокойные питомцы могут паниковать и вести себя не совсем адекватно. Перед проведением процедуры, поиграйте с подопечным, погладьте его, подержите на руках. Обязательно озвучьте свои намерения и дайте кошке обнюхать шприц. Большинство животных уверенны, что владельцы не сделают больно намеренно, а если вы будете вести себя стойко, питомец не запаникует.

На всякий случай приготовьте большое полотенце, которым можно накрыть и полностью завернуть кошку. Укол удобнее делать, когда кошка лежит на животе, а ваш помощник придерживает ее за передние лапы и успокаивает. Вам при этом нужно находиться за питомцем, чтобы в случае рывка назад, ваш корпус служил преградой. Естественно, подопечного нужно крепко держать, но не настолько сильно, чтобы напугать заранее.

Перед уколом немного подержите шприц в руке, чтобы согреть препарат, особенно если до этого он лежал в холодильнике. Обрабатывать кожу и шерсть в месте укола не нужно, главное, чтобы игла была стерильной, то есть ее нельзя трогать и держать открытой без надобности.

Всей свободной ладонью или несколькими пальцами (в зависимости от размера кошки), захватите складку кожи и потяните ее вверх до комфортного питомцу уровня. Шприц должен удобно лежать в руке, игла направляется к позвоночнику под углом (примерно) в 45°.

Если вы уже делали внутримышечные уколы, стоит понимать, что игла войдет не так просто, она даже может немного прогнуться. Не совершайте резких движений, но и медлить не стоит. Плавно и уверенно вводите иглу, пока не почувствуете, что она провалилась. При слишком сильном нажиме, рискуете проколоть складку насквозь.

Препарат рекомендуется вводить медленно, иглу извлекать так же плавно, как и вводили. Если дернуть иглу резко, можно добавить кошке дополнительный дискомфорт, особенно если у животного наблюдается обезвоживание. После извлечения иглы, место введения препарата нужно помассировать и растереть, чтобы усилить кровообращение и ускорить всасывание.

Совет: если кошка сильно сопротивляется, укол нужно делать в непривычной обстановке, например, включив громкую музыку или вынеся питомца на лестничную площадку. В ветеринарном кабинете большинство животных спокойно переносят даже болезненные уколы.

Как сделать укол коту внутримышечно в домашних условиях

Часто владельцам животных приходится самостоятельно делать уколы своим питомцам, поскольку ветеринарные услуги по каким-то причинам недоступны. Некоторые заводчики предпочитают учиться таким манипуляциям самостоятельно, поскольку знают, что животное испытывает при этом меньший стресс, чем в клинике. Бывают и критические ситуации, когда на визит к врачу нет времени, и действовать нужно сразу — например, при отравлениях. Поэтому каждому, у кого на попечении коты, следует знать, как сделать укол коту внутримышечно в домашних условиях, чтобы животное не пострадало, а лечение было результативным?

Как сделать укол коту внутримышечно в домашних условиях? Владельцам котов стоит овладеть навыком внутримышечных инъекций

При этом виде инъекций лекарство поступает внутрь мышцы. Самыми подходящими являются две области — плечо и бедро. Данный способ имеет некоторые преимущества. Мышцы испещрены кровеносными сосудами. Поэтому препараты из этой части тела довольно быстро всасываются, некоторые поступают в кровь уже через 10 минут. К тому же существуют растворы, которые плохо рассасываются при подкожном введении, образуют инфильтраты. И этот способ решает данную проблему.

При таком способе получения организмом лекарственного раствора (антибиотиков, нейролептиков) в мышце образуется своеобразное депо, из которого активные вещества не сразу, а постепенно попадают в кровяное русло. Благодаря этому долго поддерживается необходимая терапевтическая концентрация. Это особенно важно при лечении антибиотиками.

Мышечный скелет кошки

У способа есть и недостатки: инъекции в большинстве случаев довольно болезненные. Еще один минус в том, что значительное количество лекарственного средства вызывает расслоение и травмирование мышц. Для кошки весом 4,5 кг к таким последствиям приводит разовая доза более 1 мл. Особенностью внутримышечного введения лекарства является то, что мышцы у котов животных мелкие и длинные, из-за чего создаются определенные сложности.

Внимание! Способ введения препарата указывается в инструкции по применению лекарственного средства.

Разница между внутримышечными и подкожными инъекциями

Между этими способами есть существенные отличия, о которых нужно знать.

Таблица 1. Отличия внутримышечного и подкожного способа введения лекарств.

Правильные места для внутримышечных и подкожных инъекций

Многие лекарства требуют хранения при низких температурах. В этом случае не вскрытую ампулу перед использованием согревают, если иное не указано в инструкции к препарату. Для этого емкость опускают в воду, подогретую до 38 °С, но не выше. Можно просто оставить препарат при комнатной температуре на несколько минут или согреть его теплом руки.

Внимание! Введение слишком холодного препарата или растворителя причиняет животному боль. Это также приводит к развитию местной реакции.

• шприцы;
• ампулу с препаратом и лезвие для ее вскрытия.

Перед тем как ввести лекарство, необходимо проверить надпись на ампуле и срок годности. Если кот плохо переносит подобные процедуры, то во время укола может оказать сопротивлением. Чтобы защитить себя от травм и успешно ввести лекарство, потребуется одеяло или полотенце, в которое заворачивают животное. Открытыми оставляют голову и задние лапы с задней частью туловища.

Полотенце поможет зафиксировать кошку для укола

Также можно воспользоваться специальными фиксирующими сумками. Имея такой аксессуар, справиться с задачей по введению препарата можно даже в отсутствии посторонней помощи. Если такой сумки нет, а просить помощи не у кого, кошку пеленают.

Сумка-фиксатор для кошек

Внимание! В помощники берут людей, с которыми животное знакомо.

Для внутримышечного введения препаратов годится не всякий инструмент. Наиболее подходящими считаются инсулиновые шприцы, особенно когда речь идет о котятах. Их объема 1 мл обычно достаточно для внутримышечной инъекции.

Предварительно питомца успокаивают. Выбирают место на коже без воспалений. Колпачок с иголки не снимают до момента введения лекарственного средства. Следует убедиться, что игла тщательно закреплена на шприце. Для укола набирают только ту дозу, что назначил врач. Запрещено смешивать в одном шприце несколько лекарств. Исключение составляют случаи, если такое назначение сделал врач.

Запрещено в шприце смешивать несколько препаратов

Введение масляных растворов требует определенного опыта. Поэтому такие манипуляции лучше доверить ветеринару. Но если этой возможности нет, то следует убедиться, не попала ли игла в сосуд. Для этого вводят иглу в мышцу, а затем легко тянут на себя. Если в шприце окажется кровь, выбирают другое место для укола.

Внимание! Попадание масляного раствора в сосуды вызывает гибель животного.

Во время процедуры питомца нельзя поднимать голос, агрессивно вести себя по отношению к нему. Настрой хозяина передается коту. Дополнительная нервозность животного только усложнит задачу.

Делая кошке укол, необходимо придерживаться таких правил:

• Перед каждой инъекцией руки тщательно моют с мылом. Желательно кожу обработать раствором хлоргексидина или надевать стерильные перчатки.
• Чтобы не занести инфекцию, используют только стерильный шприц и стерильную иглу для каждой инъекции.
• Запрещено трогать иглу даже помытыми руками.
• Препараты из ранее открытых ампул нельзя использовать.

Перед введением лекарства обязательно моют руки

Если лекарство дорогое, но объем ампулы слишком большой, то поступают следующим образом. Содержимое набирают в несколько шприцев. Наполненный инструмент хранят в холодильнике. Срок хранения в этом случае составляет не дольше 3 суток (если нет других ограничений в инструкции).

Внимание! Не всегда получается разумно расходовать медикаменты, и приходится выбрасывать даже самые дорогие продукты. Необоснованная экономия приводит к аллергическим реакциям и гибели питомца.

Перед уколом шприцы кладут на тарелку, предварительно ошпаренную кипятком. Если у кошки длинная, грязная шерсть, то место введения препарата остригают. Это не только упростит процесс манипуляции, но и снизит вероятность инфицирования. Обрабатывать место прокола кожи антисептиком необязательно.

Если у кошки длинная шерсть, то место введения препарата остригают

Перед введением лекарства из шприца выпускают воздух. Инструмент поднимают, ждут, пока пузырьки поднимутся вверх (можно ногтем легонько постучать по резервуару), выпускают немного лекарства через иглу.

Ветеринары используют еще один метод:

1. тянут поршень на себя, набирая внутрь воздух;
2. вращают инструмент по вертикали и горизонтали, избавляясь от пузырьков;
3. располагают шприц иглой вверх и выдувают весь воздух.

Если не получилось полностью избавиться от пузырьков, то препарат вводят, держа шприц поршнем вверх — тогда вся жидкость окажется снизу, а воздух — сверху.

Необходимо избавиться от пузырьков воздуха в шприце

Предварительно в шприц набирают препарат. Если он находится во флаконе с резиновой крышкой, то используют вторую стерильную иглу, чтобы острие рабочего инструмента не затупилось. Прокол тупой иглой вызовет дополнительные болевые ощущения у кошки.

В ампулах без крышки срезают лезвием верхушку. При этом следует быть осторожным, чтобы не пораниться стеклом. Предварительно по ампуле постукивают, чтобы избавиться от пузырьков воздуха в растворе. Порошковые средства разводят препаратами, которые указаны в инструкции или теми жидкостями, что выписал врач.

Иглу вводят перпендикулярно мышце

Перед введением препарата помощник берет животное за холку и за передние лапы. Тот, кто будет вводить препарат, обхватывает свободной рукой задние лапы. Другой рукой делают инъекцию. Если кошку приходится крепко держать, то не следует давить на позвоночник, голову, шею.

Необходимо сразу правильно захватить шприц, чтобы потом не переставлять пальцы. Иглу вводят точным движением, резко, погружая на 1 см. Шприц располагают перпендикулярно поверхности мышцы. Некоторые ветеринары советуют сначала ввести иглу, и, если не будет крови, подсоединять шприц с лекарством.

Имеет значение скорость введения, и она зависит от объема: чем больше препарата, тем медленнее его вводят. Так, 1 мл раствора вливают за 2–3 секунды, 500 мг (половина кубика) — за 1 секунду. Чем меньше скорость, тем комфортнее чувствует себя животное. После окончания процедуры шприц извлекают по той же траектории.

Внимание! Лекарство нужно вводить так, чтобы не образовалась шишка. В противном случае его действие будет замедлено.

Осторожно, седалищный нерв!

Различают несколько видов осложнений. Они возникают по разным причинам.

Таблица 2. Нарушения при постановке укола и возможные осложнения в связи с этим.

Автор статьи: Артем Щетинин

Здравствуйте. Меня зовут Артем. Я работаю ветеринаром уже более 9 лет. Считая себя профессионалом, хочу научить всех посетителей сайта решать сложные задачи и дать ответы на самые часто задаваемые вопросы. Все данные для сайта собраны и тщательно переработаны для того чтобы донести в доступном виде всю требуемую информацию. Перед применением описанного на сайте всегда необходима консультация с профессионалами.

✔ Обо мне ✉ Обратная связь Оцените статью:

Оценка 4.4 проголосовавших: 86

Вопрос-ответ

Чем опасно не окончательное удаление пузырьков воздуха из шприца? Какими последствиями чревато введение нескольких пузырьков воздуха в мышцу или под кожу?

В случае если в шприце, помимо препарата для внутримышечного введения, находилась капелька воздуха, опасности для здоровья такая инъекция не принесет. Попавший в мышцы воздух рассасывается за небольшой промежуток времени, причем пациент при этом практически ничего не ощущает. Однако злоупотреблять такими нарушениями технологии не стоит, так как регенерационные силы пациента, которому требуется укол, будут расходоваться нерационально.

Допустимо ли введение нескольких препаратов посредством одной иглы? Например, если сделать один прокол, ввести первый препарат, отсоединить иглу, присоединить другой шприц и ввести следующий препарат, для того чтобы не делать лишний прокол.

Теоретически, ряд препаратов допустимо вводить таким образом, однако при этом остается вероятность осложнений, и уменьшение болезненности также остается под вопросом.

В любом случае, такие уколы можно делать только при 100% уверенности в совместимости вводимых препаратов, так как использование одной иглы равносильно смешению в одном шприце двух препаратов. В данной ситуации необходимо посоветоваться с врачом о совместимости препаратов.

Помимо этого, уровень болевых ощущений при оставленной в мышце игле может быть гораздо выше, чем в результате «лишнего» прокола. Причина этому — травмирование иглой мышцы во время подобных манипуляций, что вызовет болевые ощущения еще и после укола.

Препараты, введенные таким методом, создадут дополнительную нагрузку на проколотый участок, повышая вероятность его уплотнения, что в дальнейшем отрицательно скажется как на состоянии, так и на внешнем виде мышцы.

Существуют ли методы избавления от синяков на ягодицах, оставшихся после инъекций железа и не проходящих уже больше года?

Некоторые препараты, к сожалению, очень плохо рассасываются и оставляют синяки, которые не проходят в течение длительного времени. Значительной опасности такие образования не несут, являясь исключительно косметическим дефектом.

Чтобы устранить застаревшие синяки в домашних условиях, рекомендуется попробовать компрессы с препаратом «Лиотон» или «Димексид». В условиях поликлиники показаны физпроцедуры (ультрафонофорез с калий йодом, гепарином либо электрофорез). Если это не приносит эффекта, рекомендуется обратиться к хирургу за консультацией.

Можно ли принимать ванну или душ во время курса внутримышечных инъекций?

Гигиенический душ или ванну принимать можно так часто, как это необходимо, и в особенности перед уколами. Единственный момент — делать это можно через час-два после очередной инъекции, а до этого проколотое место необходимо прижать ватой, смоченной в спирте для предотвращения попадания инфекции.

Опасна ли ситуация, когда после инъекции выступает кровь, и почему это происходит?

Выступание крови после укола свидетельствует о том, что во время процедуры был задет кровеносный сосуд. Это не опасно! В случае появления крови следует обработать место укола ваткой со спиртом и подержать ее в течение 5 минут. Кровь, вытекшая не наружу, а под кожу, поспособствует образованию синяка, к которому необходимо будет приложить лед, а на следующий день грелку, для того чтобы он рассосался быстрее.

Стоит ли заменить иглу на шприце перед уколом после набора препарата из ампулы? И для чего это делается?

После набора в шприц лекарства, находящегося в емкости с резиновой крышкой, иглу следует заменить. Объясняется такая необходимость тем, что после того, как иглой была проткнута крышка, она затупляется, что ведет к более болезненному уколу. Помимо этого, существуют определенные категории лекарств, в инструкциях которых есть пометка «сменить иглу», например инсулин. Замену в таких случаях выполнять обязательно. Еще одной ситуацией, требующей замены иглы, является случай, когда после набора лекарства вы дотронулись до нее. В данном случае такое требование обусловлено мерами по предотвращению попадания инфекции в место укола.

Раскрошившаяся при открытии ампула является причиной попадания осколков в шприц вместе с лекарством. Что будет в случае их попадания в сосуд или мышцу?

Вероятность попадания крошки стекла от ампулы в организм чрезвычайно мала, именно поэтому причин для беспокойства в данной ситуации нет. Скорее можно порезаться об острые края ампулы. И тем не менее, раскрошившиеся ампулы необходимо выбрасывать согласно правилам проведения инъекций.

Если рассматривать ситуацию со стеклом внутри шприца, то можно прийти к выводу, что попасть ему туда довольно сложно. Дело в том, что диаметр иглы для инъекций чрезвычайно мал, поэтому осколок должен быть размером меньше половины миллиметра. Если все же необходимость сделать укол весьма высока — старайтесь брать лекарство не со дна емкости, а сверху, так как с большой долей вероятности осколки выпадут в осадок. И даже если микрочастицы попадут в шприц, а оттуда в мышцу пациента, инородное тело внутри организма отграничится тканями, образуется небольшое уплотнение, которое будет незаметно для пациента.

Существует ли вероятность попадания иглы в кость при внутримышечной инъекции?

Такая вероятность крайне мала, особенно если место для укола было выбрано достаточно тщательно. Если инъекция была сделана в верхнюю часть ягодицы, считающейся наиболее удаленной от костей, нервов и кровеносных сосудов, то попадание в кость исключено.

Необходим ли массаж места укола после проведения инъекции?

Если иное не указано в инструкции к препарату, то массаж после внутримышечного укола обязателен. Он поможет распределению лекарства в тканях и улучшит кровообращение. Кроме того, для дезинфекции необходимо протирать место укола ватным тампоном, смоченным в спирте.

Как делать уколы не больно?

Минимизация болевых ощущений возможна, если будут приняты следующие меры:

• будут использоваться хорошие шприцы с острыми одноразовыми иглами;
• укол будет делаться в положении лежа, при условии что ягодичная мышца будет полностью расслаблена (для этого рекомендуется развернуть ступни пациента носками внутрь). Некоторые пациенты, для того чтобы максимально расслабиться, предпочитают снимать всю одежду ниже пояса;
• мышца перед уколом будет достаточно промассирована методом интенсивного растирания места введения препарата ватным тампоном, смоченным в спирте;
• препарат будет вводиться плавно и медленно, для того чтобы мышца проще его принимала. Медленное введение обеспечивается использованием трехкомпонентного шприца с резиновым уплотнителем на поршне;
• введение лекарства и извлечение иглы будут производиться при положении шприца под одним и тем же углом, во избежание «ковыряния» иглой мышцы.

Инъекция и её виды, как делать уколы собаке, коту и кошке

Как правильно вводить лекарственные растворы

Введение лекарственных веществ небольшими дозами носит название «инъекция». Инъекции имеют большое значение при лечении животных, так как лекарственное вещество попадает напрямую в кровь, минуя пищеварительный тракт и не подвергаясь действию пищеварительных ферментов, и с ее помощью быстро действует на организм.

На что стоит обратить внимание перед проведением инъекции:

• Асептика: шприцы, иглы, место инъекции, руки должны быть стерильными;
• Вводить лекарственные растворы необходимо спокойно и медленно;
• Необходимо следить за тем, чтобы в вводимом лекарственном растворе не было пузырьков воздуха.

По видам инъекции подразделяются на:

• подкожные;
• внутримышечные;
• внутривенные;
• внутрикостные;
• внутрибрюшинные.

Подкожная инъекция

Заключается в том, что лекарственные вещества вводятся животному под кожу.

Техника выполнения:

кожа в области холки/бедра оттягивается, образуя складку, в основание данной складки вводят иглу на 2-3 см, параллельно позвоночнику. После инъекции в месте укола можно сделать легкий массаж для снижения болевых ощущений.

Внутримышечная инъекция

Вид инъекции, при котором лекарственные вещества вводятся непосредственно в мышцу.

Техника выполнения:

для внутримышечно инъекции выбирают место с наименьшим прохождением крупных кровеносных сосудов и нервов. К таким относят мышцу бедра/плеча. Иглу вводят перпендикулярно поверхности тела животного на глубину 3-4 см.

Внутривенная инъекция

Способ отличается быстротой действия лекарственного вещества. Преимуществом нужно также считать возможность введения раздражающих, красящих веществ, которые при подкожном или внутримышечном применении вызывают отек, некроз ткани.

Техника выполнения:

инъекцию проводят в плюсневую/яремную вены и латеральную вену сафену. Иглу (срезом к себе) вкалывают через кожу в вену и направляют против тока крови под углом 40—45° к поверхности кожи. Стремятся одним ударом пробить кожу и стенку вены. Если это удалось, то кровь тотчас же вытекает ровной, плавной струей. Присоединив шприц с заданным лекарственным раствором, медленно вводят его в полость вены.

После окончания вливания вену сжимают выше места укола, ткани вокруг иглы прижимают пальцами и только после этого извлекают иглу.

Внутрикостная инъекция

Введение лекарственных средств в трубчатые кости животных. Как правило, используется для лечения котят и щенков в первые месяцы жизни.

Техника выполнения:

инъекцию проводят в проксимальный/ дистальный отдел большеберцовой кости/ дистальный отдел бедренной кости/грудину/таз.

Внутрибрюшинная инъекция

Выполняется, как правило, при отсутствии возможности ввести лекарственные вещества другим путем, необходимость более быстрого их воздействия на организм.

Техника выполнения:

инъекцию делают в области живота. Оттягивается кожная складка и производится прокол в ее основание, после чего вводят иглу вдоль складки, прокалывая брюшную стенку, и вводят раствор.

Лечение в ветцентре доктора Воронцова

Если вашему питомцу необходимо сделать уколы или провести другие процедуры — приходите к нашу ветклинику. Ветцентр Воронцова находится в Москве, ЮАО, недалеко от пересечения МКАД и Каширского шоссе. Точный адрес: Совхоз им. Ленина, дом 3а (посмотрите схему проезда), метро Домодедовская, Зябликово, Орехово, Красногвардейская.

Запись на приём и консультации по телефонам:

+7(495) 740-48-59
+7(936) 001-03-04 

Уколы животным. Что нужно знать. Часть 1.

Строго следуйте рекомендациям ветеринарного врача, На приеме просматривайте назначения, чтобы можно было переспросить. Если же вы уже ушли, не стесняйтесь перезвонить в клинику и переспросить по телефону.

В назначениях врача можно увидеть такие сокращения:

в/м — значит внутримышечно, в бедро;

п/к — значит подкожно, в холку.

Помните, что все вводимые лекарства должны быть стерильны! Некоторые лекарства нужно хранить в холодильнике, иначе они потеряют свои свойства. Некоторые лекарства нельзя хранить после разведения, необходимо их использовать сразу.

Выбор шприца.

Для каждой инъекции всегда используйте новый шприц! Использование б/у шприцов это негигиенично, иглы затупляются уже после первого применения!

Иглы

Почти для всех уколов подходят либо инсулиновые ( 1 мл), либо шприцы 2-3 мл. Все зависит от объема вводимого препарата. При выборе шприца на 1 мл, как правило, удобнее брать те, у которых игла снимается.

Шприц для животных

Инсулиновые шприцы должны быть с делениями на 100 единиц инсулина или 1 мл. Есть шприцы с делениями на 40 единиц. Они нам не нужны!

Инсулиновые шприцы для животных

Инсулиновый шприц можно использовать для препаратов объемом до 1 мл. Игла на этом шприце тонкая и короткая, поэтому для средних и крупных кошек вы можете вводить ее на всю длину. Есть густые, вязкие лекарства, которые невозможно набрать тонкой иглой этого шприца — поменяйте иглу на более толстую( сняв ее с 2-3 мл шприца) либо используйте 2-3 мл. шприц.

Если нужно ввести большие объемы жидкостей подкожно, то пользуются шприцами 5,10, 20 мл. На них так же можно поменять иглу на более тонкую( с 2-3 мл, 5мл шприца), но учитывайте то, что чем тоньше игла, тем больше усилий надо прикладывать к введению препарата- скорость введения зависит от диаметра просвета иглы.

Шкала на шприце.

Нужно знать скольким миллилитрам препарата будет соответствовать то или иное деление на шприце. Это важно для точного дозирования препарата.

Разъяснение Вы можете увидеть на картинках ниже.

Шприцы для животных

Выбор шприцов для животных

Ветеринарный врач Зобова Ульяна Викторовна

Стоимость услуг ветеринарной клиники «Мирра-Вет»

Как поставить укол коту в домашних условиях: подробная инструкция

Бывают довольно частые ситуации, когда владельцам кошек необходимо оказать своему питомцу срочную медпомощь в виде укола. Ведь не всегда есть возможность для этого каждый раз привозить животное в ветлечебницу или просить помочь более опытного знакомого котовладельца. Поэтому лучший выход – научиться этой премудрости самому.

Места для подкожных уколов

Холка, в просторечии просто шкирка или загривок, – это то место на кошачьем теле, где соединяются спина и шея. А еще это то место, в которое подкожно вводят инъекционный раствор. Как сделать укол кошке в холку и почему именно туда?

• Этот участок наименее чувствителен. Если укол будет сделан правильно, то кошка этого даже не почувствует.
• Гиподерма, или нижний слой кожи, имеет рыхлое строение с активным кровоснабжением, благодаря которому введенный препарат быстро всасывается и, соответственно, начинает быстро действовать. 

Такой же рыхлостью обладает и гиподерма в передней бедренной части и одноименной складки, что граничит с паховой областью. 

Надо знать

• Инъекционный раствор вводится только теплым, не ниже температуры в помещении. Для этого флакон надо достать из холодильника за пару часов до процедуры или просто согреть ампулу в подогретой воде.

НА ЗАМЕТКУ

Введением холодного раствора можно спровоцировать образование у животного воспалительных или опухолевых инфильтратов, которые рассасываются с большим трудом.

• Необходимо иметь наготове пару запасных шприцев на случай, если на инъекционной игле образуются зазубрины или засорится ее канал, чтобы заменить испорченную новой.  
• Перед уколом непременно выдувать из шприца воздух во избежание возникновения синяка или шишки. Хоть это и не смертельно, но дальнейшие уколы будут усложнены.
• Внимательно знакомиться с инструкциями к назначенным лекарствам, особенно если необходимо смешать несколько из них: для их оптимального растворения в процессе смешивания важна последовательность.
• Если инъекции приходится делать часто, то следует менять места уколов. О том, где ставят подкожные уколы, написано чуть выше.

Укол кошке внутримышечно делают и в заднюю, и в переднюю лапку, особенно если объем раствора составляет до трех миллилитров.

• Место укола обрабатывают антисептиком только у бесшерстных пород кошек – бамбино, сфинкс, эльф и т.п.

Выбираем оборудование

При покупке шприца нужно учитывать вес и возраст питомца, консистенцию назначенного препарата. Естественно, если кот крупный и упитанный, то игла должна быть более длинной. Здесь рекомендуются шприцы от двух до десяти миллилитров.

Более мелкие шприцы (на 1 мл) подойдут для внутримышечного введения инъекционного раствора кошкам в бедро, при условии, что лекарство не густое.

Для котят и животных в состоянии истощения лучше использовать шприцы на один и два миллилитра.

ВАЖНО

Точно так же, как и людям, укол больному животному нужно ставить одноразовым и стерильным шприцем. Использованный не единожды инструмент может вызвать закупорку иглы или смешивание разных препаратов.

Глубина введения и объемы лекарств

Специалисты всерьез советуют начинающему хозяину-«лекарю» отработать свои действия по подкожным уколам на куриной тушке.

Игла под углом в 45^о должна входить в холку на сантиметр-полтора. Если получится глубже, кожная складка может быть пробита насквозь, и лекарство вытечет.

При внутримышечных инъекциях учитываются размер кошачьей лапки и длина иглы. Для ориентировки: иглу вводят под прямым углом до половины или на две трети.

Скорость, с которой должен вводиться препарат, особенно если он обладает тягучей или вязкой консистенцией, обычно указана в инструкции по его применению.

Фиксируем мохнатого пациента

Любой нормальный кот при каких-то действиях хозяина, которые его категорически не устраивают, будет сопротивляться, что, конечно же, помешает проведению нужных манипуляций. Чтобы удержать животное в «зафиксированном» состоянии, можно предложить следующее:

• использовать фиксирующую сумку, которая будет полезна не только для проведения уколов, но и для стрижки когтей, осмотра пасти, а также послужит человеку защитой от кошачьих когтей и зубов;
• запеленать «пациента» в достаточно плотное одеяло или полотенце;
• призвать на помощь помощника, который бы одной рукой захватил передние лапы, а другой – задние.

Делаем укол

• Как делать укол кошке?Прежде чем приступить к манипуляции, надо внимательнейшим образом осмотреть кожу на холке. При наличии ран, ссадин, расчесов, экземы сюда колоть нельзя.

• Оттянув кожу кверху и надавив в центре средним пальцем, следует сформировать на холке или бедре складку.
• Игла вводится в ее основание.
• В этом месте кожа довольно плотная, что сложно для прокалывания, поэтому не торопитесь и не делайте резких движений, чтобы не сделать сквозного прокола и не ввести раствор в свои пальцы.
• Когда острие иглы мягко вонзилось на глубину около сантиметра, можно медленно вводить препарат: подкожные инъекции предполагают скорость 0,5 мл/сек.

• По ходу процедуры рекомендуется прощупывать кожу питомца: если она повлажнела, значит, укол получился внутрикожным, а не подкожным. Введите иглу поглубже и продолжайте процесс. Если процедура выполнена правильно, шерсть в «уколотом» месте будет сухой.
• После введения полной дозы иглу аккуратно вынимаем, не отпуская при этом кожную складку.
• Осторожно растираем кожу в месте инъекции.
• За такие муки ваш котик честно заслужил лакомство и обязательную похвалу.

Осложнения, их причины и действия хозяев

Если все сделано правильно, то осложнений после укола быть не должно. Но если они все же возникли, стоит поискать причину этого. Их несколько:

• из-за нарушений правил асептики и антисептики в месте укола могут появиться уплотнение или абсцесс. В тканях явно стал развиваться воспалительный процесс.
• Наиболее серьезным осложнением является так называемая жировая эмболия, которая возникает, если в сосуды попадет масляный раствор. При этом закупоривается просвет крупных сосудов, вызывая проблемы в сосудистой системе.
• Если в соединительную ткань проникнет раздражающее вещество, могут сформироваться нарывы, возникнуть уплотнения воспалительного характера, а также злокачественные новообразования.
• Введенные в кошачий организм просроченные или некачественные лекарственные средства, а также гиперчувствительность питомца к данному препарату могут вызвать аллергические реакции.
• Инъекция холодным раствором (особенно маслянистым) может спровоцировать образование саркомы и воспалительных уплотнений.

Как в каком случае поступать, зависит еще и от вида осложнения.

Среди наиболее часто встречаемых отмечены:

• хромота, которая нередко возникает даже после вполне грамотных внутримышечных уколов и чаще всего проходит без вмешательства в течение суток.

ОБРАТИТЬ ВНИМАНИЕ

Это осложнение может быть вызвано самостоятельным лечением без консультации со специалистом и его рекомендаций. В частности следует знать, что введение дротаверина (но-шпы) кошкам противопоказано.

• На месте укола часто появляется кровь, значит, иглой был проколот капилляр. Ее можно удалить просто салфеткой. Но если кровотечение длится около получаса, приложив к месту инъекции холод, следует отвезти животное в ветлечебницу. Скорее всего был поврежден крупный сосуд.
• Подкожное уплотнение, или инфильтрат, как правило, рассасывается самостоятельно дней за пять. Если этого не произошло, надо воздействовать сухим теплом. Для этого к уплотненному участку прикладывают на 10–15 минут холщовый мешочек с нагретой солью или песком. Благодаря усилению кровообращения уплотнение потихоньку рассосется. Если оно увеличивается или же кошка, избавляясь от зуда, начинает его расчесывать, – это повод обратиться к ветеринару.
• Осложнением могут явиться абсцесс и флегмона – гнойные воспаления тканей. Они проявляются повышением температуры в месте укола, увеличением припухлости и через пару дней размягчением ее в центре, появлением болезненных ощущений при попытке ощупать пораженное место. Кошка отказывается от еды и питья, становится вялой и апатичной, теряет обычную игривость.

Это осложнение – одно из наиболее грозных и требует немедленной квалифицированной ветеринарной помощи. Ни в коем случае нельзя заниматься самостоятельным лечением! Если гнойный процесс застигнут в самом начале, то может помочь физиотерапия, а более запущенные случаи требуют вскрытия и чистки очага поражения.

Внутримышечная инъекция альфаксалона в сочетании с буторфанолом для седативного эффекта кошкам

Задача:

Оценить качество седативного эффекта после внутримышечной (IM) инъекции двух доз альфаксалона в комбинации с буторфанолом кошкам.

Дизайн исследования:

Проспективное рандомизированное «слепое» клиническое исследование.

Животные:

В общей сложности 38 кошек проходят диагностическую визуализацию или неинвазивные процедуры.

Методы:

Кошек распределяли случайным образом для введения буторфанола 0,2 мг кг ^-1 в сочетании с альфаксалоном 2 мг кг ^-1 (группа AB2) или 5 мг кг ^-1 (группа AB5) внутримышечно.Если седативный эффект был недостаточным, вводили альфаксалон 2 мг кг ^-1 в / м и кошек исключали из дальнейшего анализа. Темперамент [от 1 (дружелюбный) до 5 (агрессивный)], реакция на инъекцию, оценка седативного эффекта через 2, 6, 8, 15, 20, 30, 40, 50 и 60 минут, общее качество седативного эффекта, оцененное после сбора данных [1 (отлично ) до 4 (неадекватный)] и качество восстановления. Частота сердечных сокращений (ЧСС), частота дыхания (f _R ) и сатурация артериального гемоглобина (SpO ₂ ) регистрировались каждые 5 минут.Группы сравнивали с помощью t-критерия и U-критерия Манна-Уитни. Седативный эффект анализировали с использованием двусторонней ановой кислоты и дополнительного альфаксалона с использованием точного критерия Фишера (p <0,05).

Полученные результаты:

Группы были похожи по полу, возрасту, массе тела и реакции на инъекцию. Оценка темперамента была ниже в группе AB2 [2 (1-3)] по сравнению с AB5 [3 (1-5)] (p = 0,006). Группа AB5 показала лучший седативный эффект через 6, 8, 20 и 30 минут, а общее качество седативного эффекта было лучше у AB5 [1 (1-3)] по сравнению с AB2 [3 (1-4)] (p = 0.0001). Дополнительный альфаксалон потребовался 11 кошкам в группе AB2 и двум кошкам в группе AB5 (p = 0,005). Качество восстановления, ЧСС, f _R и SpO ₂ были аналогичны. Семи кошкам потребовалась добавка кислорода. Время полного восстановления было короче для AB2 (81,8 ± 24,3 против 126,6 ± 33,3 минут; p = 0,009). Подергивание было наиболее частым нежелательным явлением.

Выводы и клиническая значимость:

В сочетании с буторфанолом, альфаксалон в / м в дозе 5 мг / кг ^-1 обеспечивал лучшее седативное действие, чем 2 мг / кг ^-1 .Рекомендуется мониторинг SpO ₂ .

Ключевые слова:

альфаксалон; буторфанол; кошки; внутримышечный; седация.

% PDF-1.7
%
160 0 объект
>
эндобдж

xref
160 76
0000000016 00000 н.
0000002481 00000 н.
0000002671 00000 н.
0000002707 00000 н.
0000003434 00000 н.
0000003461 00000 н.
0000003600 00000 н.
0000004067 00000 н.
0000004416 00000 н.
0000004453 00000 п.
0000004567 00000 н.
0000005763 00000 н.
0000007291 00000 н.
0000008901 00000 н.
0000009013 00000 н.
0000010376 00000 п.
0000011794 00000 п.
0000012320 00000 п.
0000012719 00000 п.
0000013938 00000 п.
0000014498 00000 п.
0000014827 00000 п.
0000015016 00000 п.
0000015199 00000 п.
0000016867 00000 п.
0000018510 00000 п.
0000021159 00000 п.
0000021273 00000 п.
0000023761 00000 п.
0000024144 00000 п.
0000026139 00000 п.
0000026457 00000 п.
0000028875 00000 п.
0000029253 00000 п.
0000029710 00000 п.
0000030119 00000 п.
0000030203 00000 п.
0000033660 00000 п.
0000034121 00000 п.
0000034666 00000 п.
0000035874 00000 п.
0000036204 00000 п.
0000036567 00000 п.
0000037087 00000 п.
0000037389 00000 п.
0000037685 00000 п.
0000037774 00000 п.
0000038429 00000 п.
0000038734 00000 п.
0000039039 00000 п.
0000082723 00000 п.
0000082762 00000 н.
0000086787 00000 п.
0000086826 00000 п.
0000092411 00000 п.
0000092450 00000 п.
0000096475 00000 п.
0000096514 00000 п.
0000096589 00000 п.
0000096915 00000 п.
0000096990 00000 н.
0000097321 00000 п.
0000097396 00000 п.
0000097728 00000 п.
0000097803 00000 п.
0000098135 00000 п.
0000098210 00000 п.
0000098537 00000 п.
0000098612 00000 п.
0000098936 00000 п.
0000099011 00000 н.
0000099410 00000 п.
0000103863 00000 н.
0000491584 00000 н.
0000491682 00000 н.
0000001816 00000 н.
трейлер
] / Назад 953269 >>
startxref
0
%% EOF

235 0 объект
> поток
hdR_HSQv; ОС ݢ mBT
E z
5 [aU! 1s9 * ڠ «ŲEK & RAl.»! Y
}; | `OC $ ̰a6`X„} StW6h & Fj 赩 KzY [h [r ~ d? \ =? =. 9voKck

Frontiers | Влияние буторфанола с альфаксалоном или дексмедетомидином на размер и внешний вид селезенки кошек при УЗИ и компьютерной томографии

Введение

Ветеринарным пациентам часто требуется седация во время ультразвукового исследования и других видов визуализационных исследований. Спленомегалия, вызванная лекарственными препаратами, является источником систематической ошибки, потенциально имитирующей патологии на изображениях. Об этом явлении часто сообщалось у собак, принимавших различные лекарства (1, 2).Например, у собак хорошо известна спленомегалия, вызванная введением барбитуратов и производных фенотиазина, таких как ацепромазин (3–5). Пропофол дал разные результаты у собак. В одном исследовании не сообщалось об увеличении селезенки на УЗИ (3), тогда как в другом было обнаружено, что объем селезенки, измеренный на КТ, был увеличен (1). Сообщалось также, что альфаксалон увеличивает объем селезенки собак на КТ (2). Напротив, введение ксилазина (агониста α ₂ -адренергических рецепторов) не приводило к увеличению размера селезенки на УЗИ (4), а объем селезенки существенно не отличался от контроля на КТ при использовании гидроморфона или дексмедетомидина (1). .Сообщалось также, что ацепромазин увеличивает эхогенность селезенки у собак (3). Предполагаемой причиной повышенного ослабления было скопление эритроцитов в селезенке.

Для кошек существует меньше данных, чем для собак (6, 7). Анатомические различия между селезенкой кошек и собак, наиболее заметной из которых являются размер селезенки и ее последующая способность накапливать кровь, могут привести к разнице в величине измеримых изменений (8, 9). Сообщалось, что анестезия севофлураном слегка увеличивает размер селезенки у здоровых кошек-доноров крови (7).Недавнее исследование показало, что внутривенное введение ацепромазина связано с увеличением селезенки на рентгенограммах и ультразвуковых исследованиях у здоровых кошек (6). В том же исследовании также сообщалось, что внутривенное введение дексмедетомидина, комбинация мидазолама и буторфанола внутривенно или комбинация дексмедетомидина, буторфанола и кетамина внутримышечно приводили к увеличению размера селезенки на рентгенограммах, хотя и незначительно на УЗИ (6). Другое исследование было сосредоточено на паренхиматозных изменениях во время ультразвукового исследования селезенки с контрастным усилением у анестезированных кошек.Он показал, что комбинация буторфанола и пропофола может сократить время до первого появления контраста и сделать картину перфузии селезенки более гетерогенной (9). Однако размер селезенки специально не исследовался в этом исследовании. Истинную спленомегалию важно отличать от вызванной лекарствами гиперемии селезенки, поскольку она может представлять собой многочисленные регенеративные, воспалительные или неопластические процессы (8, 10–12). Следовательно, знание потенциального воздействия седативных средств на размер, эхогенность и ослабление селезенки у кошек имеет важное значение для установления как подходящей дифференциальной диагностики спленомегалии, так и рекомендаций при проведении УЗИ или КТ.

Целью исследования было определение эффектов внутримышечного буторфанола в сочетании с дексмедетомидином или альфаксалоном на размер, эхогенность и ослабление селезенки кошек с помощью ультразвука и КТ. Предполагалось, что оба протокола вызовут спленомегалию при УЗИ и КТ, хотя в меньшей степени для дексмедетомидина и буторфанола, но они не повлияют на эхогенность или ослабление селезенки.

Материалы и методы

Протокол исследования был одобрен местным комитетом по уходу за животными, Comité d’éthique de l’utilisation des animaux ( Université de Montréal ) (18-Rech-1958).Были соблюдены критерии, установленные Международной ассоциацией ветеринарных редакторов для публикации исследований, включая исследования на животных.

Животные

В исследование были включены десять здоровых домашних короткошерстных взрослых кошек. В популяционную выборку вошли девять интактных самок и один кастрированный самец со средней массой тела (SD) 3,50 кг (0,44) и средним возрастом (SD) 2,7 года (0,82). Результаты физикального обследования были нормальными. Пять кошек из группы имели нормальные гематологические и биохимические показатели, полученные в предыдущем исследовании.Базовая ультразвуковая оценка, проведенная у всех кошек до введения седативного средства, была нормальной. За 7 дней до исследования кошек ежедневно приучали к боксам из оргстекла, используемым для КТ, с использованием положительного подкрепления пищей.

Дизайн исследования

Для внутримышечного введения были выбраны два седативных протокола: AB) альфаксалон (Alfaxan®, Central Sales Limited, Канада) 2 мг / кг с буторфанолом (Torbugesic® / MD, Zoetis Canada Inc., Канада) 0,2 мг / кг и DB), и дексмедетомидин (Dexdomitor®, Zoetis Canada Inc., Канада) 7 мкг / кг с буторфанолом (Torbugesic® / MD, Zoetis Canada Inc., Канада) 0,2 мг / кг. Эти протоколы часто используются для седации в нашей ветеринарной клинической больнице и были предложены сертифицированным ветеринарным анестезиологом (PS). Два седативных средства каждого протокола были объединены в одном шприце для одновременной инъекции. Внутримышечные инъекции выполнялись в эпаксиальные мышцы поясницы с помощью шприца объемом 1 мл и иглы 23-G. Перед каждой визуализацией (с седативными препаратами или без них) кошек не кормили в течение 12 часов.Все кошки прошли ультразвуковое исследование селезенки и компьютерную томографию без седации [контрольная группа (C)]. Затем кошек случайным образом распределили в Группу 1 ( n = 5) или Группу 2 ( n = 5) с использованием перекрестного дизайна исследования с 7-дневным периодом вымывания между введением лекарств (рис. 1). Рандомизация проводилась путем выбора номера из сумки, который соответствовал каждой кошке, и присвоения номеров альтернативно группе 1 или 2. Группа 1 подверглась ультразвуку после протокола AB, а затем DB с последующим исследованием компьютерной томографии.Порядок седативного протокола был обратным для группы 2 (DB, AB). Кошек помещали в тихую среду до и после введения седативного средства, в переноски, снабженные одеялами, и в тускло освещенную комнату. Каждую визуализацию начинали через 15 минут после введения протокола AB и через 10 минут после введения протокола DB, чтобы гарантировать максимальный эффект препарата. Седативные эффекты регистрировались во время визуализации в соответствии с системой баллов, оценивающей осанку, поведение и расслабление мышц (13) (таблица 1). Этим трем категориям был присвоен балл от 0 (наименьший седативный эффект) до 3 (максимальный седативный эффект), и три значения были добавлены вместе для получения общего седативного эффекта в диапазоне от 0 до 9.После введения седативного средства за кошками наблюдали до тех пор, пока эффекты не утихли, и животные не могли пить и есть.

Рисунок 1 . Перекрестный дизайн для введения седативных средств по группам и визуализирующим тестам.

Таблица 1 . Седативная балльная система.

Изображения

Ультразвуковые изображения, полученные с помощью линейного преобразователя 13–18 МГц, были получены рентгенологом, не знающим применяемого седативного протокола. Глубина была установлена ​​на уровне 3 см, а единственная фокальная зона располагалась на уровне брыжеечной границы селезенки.Усиление было скорректировано для оптимизации изображения. Вся селезенка сканировалась в продольной и поперечной плоскостях. Снимались поперечные и сагиттальные кинопетли всей селезенки. Изображения селезенки были записаны для измерения толщины в трех местах, как описано ранее: голова в поперечной плоскости, тело в сагиттальной плоскости и хвост в поперечной плоскости (рис. 2) (14). Для поперечных измерений головы и хвоста один штангенциркуль помещали на брыжеечной границе селезенки, рядом с углублением, созданным корешком селезеночной вены, а противоположный курсор помещали на антимезентериальную границу селезенки перпендикулярно к ней. продольная ось селезенки.Для сагиттальных измерений тела один штангенциркуль помещали на брыжеечную границу селезенки рядом с углублением одного корешка вены, а противоположный курсор помещали на антимезентериальную границу перпендикулярно длинной оси органа. Эхогенность селезенки регистрировали с использованием полуколичественной оценки, определяемой путем сравнения ее паренхиматозного вида с прилегающей печенью и левой корой головного мозга на изображениях с разделенным экраном: наиболее эхогенному органу была присвоена оценка 1, органу средней эхогенности — 2 балла и наименее эхогенный орган — 3 балла.Если два органа имели схожую эхогенность, то обоим приписывалась оценка 1,5 или 2,5, а оставшемуся органу присваивалась оценка 3 или 1, при общей сумме баллов между селезенкой, почкой и печенью, равной 6. Любое очаговое или мультифокальное поражение селезенки регистрировалось как отсутствующее или присутствующее.

Рисунок 2 . Ультразвуковые измерения выполнены (А) В поперечной плоскости на уровне головки селезенки. (В) В сагиттальной плоскости на уровне тела селезенки. (C) В поперечной плоскости на уровне хвоста селезенки.

КТ-исследования брюшной полости без контрастирования были получены с помощью многосрезового компьютерного томографа и выполнены на кошках, помещенных в положение лежа на груди в бокс из оргстекла (рис. 3). Крышка ящика оставалась приоткрытой для обеспечения циркуляции воздуха. Изображения были получены при 120 кВп, 300 мАс, толщине среза 1,25 мм, шаге коллиматора 0,938: 1, вращающейся трубке 18,75 мм / об, с полем зрения, включая брюшную полость, и реконструированы с использованием алгоритма фильтра нижних частот. .Объем селезенки и среднее ослабление селезенки на КТ были рассчитаны с использованием специального программного обеспечения для просмотра (Synapse 3D, Fudjifilm Medical Systems, USA, Inc.) (Рисунок 4). Все ультразвуковые и компьютерные изображения были рандомизированы и анонимизированы перед анализом для слепой оценки сертифицированным радиологом (CF). Рандомизация проводилась с помощью системы рандомизации, созданной с помощью вычислений.

Рисунок 3 . Кошка в сознании находится в положении лежа на груди в камере из оргстекла для компьютерной томографии брюшной полости.Одеяла помещаются в бокс, чтобы действовать как клинья, чтобы у пациента не возникало соблазна пошевелиться. Верхняя сдвижная крышка бокса остается приоткрытой, чтобы обеспечить надлежащий поток воздуха во время исследования.

Рисунок 4 . Измерение объема селезенки с помощью КТ. (A) Используя специальное программное обеспечение, селезенку вручную контурировали, а последующую область интересов усредняли для вычисления маски (выделенной зеленым цветом) по всему объему селезенки. (B) Результирующие данные ослабления селезенки представлены в виде гистограммы.Внизу гистограммы указаны объем селезенки в мл, среднее затухание в единицах Хаунсфилда (здесь 35,509 HU) и соответствующее стандартное отклонение, максимальные и минимальные значения затухания, включенные в маску, асимметрию и эксцесс.

Статистический анализ

Расчет размера выборки для этого исследования был основан на данных, доступных на момент зачатия исследования. В частности, наименьшее изменение размера селезенки после введения седативных средств у собак или патологии селезенки у кошек составило 20% (1, 10).Потребовалось бы десять кошек, чтобы обнаружить такую ​​разницу с мощностью 0,80 и уровнем альфа 0,05.

Линейная смешанная модель использовалась для сравнения толщины селезенки на УЗИ по трем протоколам (C, AB и DB) на каждом участке (голова, тело и хвост). В каждой модели лечение было фиксированным эффектом, а субъект — случайным эффектом, поскольку каждый субъект испытал три лечения. Затем последовали апостериорные тесты Тьюки для определения различий между парами средних значений.Показатели эхогенности селезенки с использованием порядковой шкалы сравнивали по трем протоколам с тестом Кокрана – Мантеля – Хензеля для повторных измерений. Линейная смешанная модель с протоколом в качестве фиксированного эффекта и субъектом в качестве случайного эффекта использовалась для сравнения объемов селезенки на КТ по ​​трем протоколам (C, AB и AD) с последующим проведением апостериорных тестов Тьюки, если необходимо. Тот же подход был использован для ослабления селезенки. Показатели седативного эффекта сравнивались между протоколами AB и DB для обоих методов визуализации (ультразвук или КТ) с использованием теста Кохрана – Мантеля – Хензеля для повторных измерений и порядковых баллов.Все анализы были выполнены статистиком и с помощью статистического программного обеспечения (SAS против 9,3, Кэри, Северная Каролина). Статистическая значимость была установлена ​​на уровне p <0,05. Средние наименьших квадратов ± SEM показаны ниже, если не указано иное.

Результаты

На УЗИ эффект лечения был обнаружен в отношении толщины селезенки на теле и хвосте ( p = 0,002 и 0,0003, соответственно). Апостериорные тесты Тьюки показали, что средняя толщина селезенки на ее теле увеличилась после АВ (10.24 ± 0,30 мм) по сравнению с C (8,71 ± 0,30 мм), но не DB (9,38 ± 0,30 мм), и средняя толщина селезенки на уровне хвоста была больше в AB (7,96 ± 0,22 мм), чем в C (6,78 ± 0,22 мм) или DB (7,21 ± 0,22 мм). Средняя толщина селезенки на уровне головы существенно не различалась между контрольной группой и двумя протоколами (C: 8,23 ± 0,34 мм; AB: 8,91 ± 0,34 мм; DB: 8,23 ± 0,34 мм) ( p = 0,24). Эти результаты суммированы на фиг.5. Показатели эхогенности селезенки существенно не различались в контрольной группе и в двух группах лечения ( p = 0.55) со средним полуколичественным показателем эхогенности 1,5 [диапазон 1-2] для C, 1,5 [диапазон 1-2] после AB и 1,5 [диапазон 1-2] для DB. На рисунке 6 суммированы оценки селезенки в контрольной группе и в двух группах лечения. На протяжении всего исследования очаговых поражений селезенки зарегистрировано не было.

Рисунок 5 . Толщина селезенки регистрировалась на УЗИ на трех участках (голова, тело и хвост) для контроля и после введения протокола AB и DB. * Значительные различия согласно тестам Tukey post-hoc ( p <0.05). Столбцы представляют собой стандартную ошибку среднего (SEM).

Рисунок 6 . Распределение полуколичественных баллов эхогенности селезенки по контролю C и после введения протоколов AB и DB.

На КТ эффект лечения был обнаружен в отношении объема селезенки ( p <0,0001). Апостериорные тесты Тьюки показали, что средний объем селезенки значительно увеличился после введения AB (37,82 ± 1,91 мл) по сравнению с C (20.06 ± 1,91 мл), но не после DB (24,04 ± 1,91 мл), и этот средний объем селезенки был больше после AB, чем DB (рис. 7). Также наблюдалось влияние лечения на ослабление селезенки ( p = 0,0009). Тест post-hoc показал, что по сравнению с C (32,07 ± 1,83 HU) среднее ослабление селезенки увеличивалось после AB (42,17 ± 1,83 HU), но не после DB (37,72 ± 1,83 HU), и что не было никакой разницы в ослаблении селезенки. между протоколами AB и DB.

Рисунок 7 .Объемы селезенки регистрировали с помощью КТ для контролей и после введения протокола AB и DB. * Значимые различия согласно тестам Tukey post-hoc ( p <0,05). Столбцы представляют собой стандартную ошибку среднего (SEM).

Все кошки переносили удерживание в боксе из оргстекла для КТ исследований, даже без седативных средств (группа C). Все кошки, не подвергавшиеся седации, находились в положении лежа на груди и оставались в этом положении во время компьютерной томографии с небольшими движениями, последние из которых преобладали на уровне головы.Успешная иммобилизация кошек, вероятно, была результатом их привыкания к коробке до исследования. Хотя на некоторых изображениях было отмечено легкое дыхательное движение, исследования брюшной полости были субъективно очень хорошего качества.

Медиана оценки седативного действия по протоколу AB составила 8,5 [диапазон 3–9] для ультразвуковых исследований и 9 [диапазон 3–9] для исследований КТ. Медианная оценка седативного действия по протоколу DB составляла 9 [диапазон 7–9] для ультразвуковых исследований и 9 [диапазон 9–9] для исследований КТ. Протокол AB обеспечил аналогичный седативный эффект при УЗИ и КТ ( p = 0.80), как и протокол DB ( p = 0,32). Не было существенной разницы в оценке седативного эффекта между протоколом AB и протоколом DB во время КТ ( p = 0,071) и ультразвукового исследования ( p = 0,071). Все кошки оставались под воздействием седативных средств на протяжении каждого сеанса визуализации.

Обсуждение

Комбинация альфаксалона и буторфанола оказывает быстрое, глубокое и непродолжительное седативное действие (13, 15). Некоторые врачи нашего учреждения предпочитают его пожилым пациентам или пациентам с кардиомиопатиями.Предыдущее исследование показало, что кошки, получавшие седативные препараты по этому протоколу, не имели значительных изменений в эхокардиографических измерениях (13). Наше исследование показало, что протокол AB привел к значительному увеличению объема селезенки на КТ и подтверждает ранее опубликованные данные у собак, получавших только альфаксалон (2). На КТ средний объем селезенки увеличился на 17,76 мл, или на 88,5% от исходного объема (контроль). Сонографически изменения толщины были обнаружены только на уровне тела и хвоста и были небольшими по величине (средняя толщина селезенки увеличилась на 1.53 мм у корпуса, или на 17,5% больше по сравнению с контролем и на 1,18 мм у хвоста, или на 17,4% больше по сравнению с контролем). Это может указывать на то, что порог обнаружения изменения толщины выше при ультразвуковом исследовании головы по сравнению с другими частями селезенки. Кроме того, эти числа чуть ниже вариации размера селезенки (20%), которая использовалась в анализе мощности для расчета размера образца, и значительно меньше, чем величина изменения объема, оцененная с помощью КТ, подчеркивая, что толщина, записанная на ультразвуковых изображениях, недооценивает общее 3-мерное увеличение размера селезенки.Предполагается, что увеличение объема селезенки по протоколу AB в основном связано с альфаксалоном, поскольку буторфанол сам по себе не приводит к значительному увеличению размера селезенки у кошек на УЗИ и рентгенографии (6). Фактически, хотя это и не является статистически значимым, наблюдалась тенденция к уменьшению размера селезенки кошек после введения буторфанола (6). Этот эффект был показан с другими опиоидами, такими как гидроморфон. Считается, что опиоиды обладают симпатолитическим действием, повышая тонус блуждающего нерва и вызывая уменьшение кровотока в селезенке и ее размера (16–18).Ранее предложенные механизмы для объяснения спленомегалии, вызванной альфаксалоном, включают расслабление капсулы селезенки, что приводит к увеличению ее размера (1, 2). Перераспределение кровотока, вторичное по отношению к дозозависимому снижению артериального давления, также может способствовать спленомегалии, как сообщалось с пропофолом (19). Другой возможный механизм — это секвестрация красных кровяных телец (2).

Внутримышечное введение дексмедетомидина и буторфанола вызывает быстрое и удовлетворительное начало седативного эффекта у здоровых кошек и может быть использовано для беспокойных пациентов (20–22).Более того, дексмедетомидин может быть антагонистом атипамезола, антагониста α ₂ -адренергических рецепторов. Это исследование не выявило каких-либо значительных изменений внешнего вида селезенки на УЗИ или КТ после ДБ. Таким образом, это опровергло нашу первоначальную гипотезу, которая была выдвинута после рассмотрения недавних находок на кошке (6). В этом предыдущем исследовании описывалось увеличение размера селезенки на рентгенограммах после введения дексмедетомидина или буторфанола, применяемых отдельно, у здоровых кошек, хотя тенденция к увеличению размера селезенки не была значительной на УЗИ (6).Эта разница, вероятно, объясняется тем фактом, что двумерные рентгенографические измерения частей селезенки менее репрезентативны для истинного размера селезенки, чем расчет объема всего органа при КТ, использованный в нашем исследовании. На рентгенографические измерения также может влиять расположение или изменчивость между наблюдателями (последняя была высокой в ​​их исследовании). Однако наши результаты подтверждают результаты другого исследования, которое показало, что дексмедетомидин не приводил к увеличению размера селезенки у собак, оцененных с помощью КТ, по сравнению с контрольной группой (1).Отсутствие увеличения селезенки после приема дексмедетомидина может быть объяснено перераспределением кровотока к жизненно важным органам, предотвращающим спленомегалию (23, 24), или отсутствием функционального постсинаптического α ₂ -адренорецептора в сосудистой сети селезенки (25). .

Причина увеличения ослабления селезенки после протокола AB неясна. Это может быть связано с дифференциальной секвестрацией клеток крови. Однако разница была незначительной, оставаясь в диапазоне мягких тканей в единицах Хаунсфилда. Поэтому маловероятно, что это будет иметь клиническое значение, особенно с учетом того, что релевантная оценка паренхимы селезенки на КТ сильно зависит от модели усиления контраста.Внутривенное контрастное вещество в этом исследовании не вводилось, так как не устанавливались внутривенные катетеры.

Седативный эффект при использовании AB и DB был адекватным в исследовании без значительных различий в уровне седативного эффекта между лечением или визуализацией. Это похоже на предыдущее исследование с использованием аналогичных протоколов на кошках-донорах крови (21). Все кошки, включая контрольную, переносили удерживание в боксе из оргстекла для КТ исследований. КТ-исследования обычно не проводятся у кошек без седативных препаратов в боксе из оргстекла или другом подобном оборудовании, поскольку пациенты не будут адаптироваться к устройству, что может привести к значительным артефактам движения.Тем не менее, КТ брюшной полости пациентов, находящихся под сильным седативным действием, в камере из оргстекла осуществимы и дают изображения хорошего качества, и их можно рассматривать в клинических условиях в каждом конкретном случае. Предыдущие исследования продемонстрировали возможность КТ грудной клетки у бодрствующих кошек, помещенных в камеру из оргстекла, при этом основной ошибкой является риск артефактов движения и повторного сканирования (26, 27).

Одним из ограничений исследования является отсутствие сравнения между различными путями введения седативных средств (т.е., IM vs. IV). Также невозможно определить, будут ли наблюдаемые изменения в селезенке варьироваться в зависимости от дозировки или результаты будут другими при использовании других комбинаций (например, кетамина) с AB или DB. Тем не менее, использованные протоколы обеспечивали уровень седативного эффекта, который, по мнению авторов, был бы оптимальным для выполнения визуальных исследований в клинических условиях. Кроме того, протоколы лекарств вводились одновременно, поэтому невозможно исключить фармакологические взаимодействия внутри шприца.Однако это современная практика премедикации мелких животных в клинической практике, и препараты комбинируются непосредственно перед внутримышечным введением. Второе ограничение заключается в том, что визуализация начиналась через 15 минут после введения AB и через 10 минут после DB, чтобы гарантировать максимальный седативный эффект. Разумно, что все изображения были собраны в течение следующих 5–10 мин. Таким образом, эффекты протоколов после этих временных точек остаются неизвестными. Однако другие исследования показывают, что спленомегалия, вызванная лекарственными препаратами, с аналогичными молекулами более значима через 15 минут, чем через 30 минут (2) или 2–3 часа (6).Временные рамки, использованные в нашем исследовании, также соответствуют медианным максимальным показателям седативного действия, зарегистрированным при внутримышечном введении альфаксалона кошкам в аналогичных дозах (28), и соответствуют реальности интенсивной клинической практики, когда УЗИ проводят вскоре после седации. Третье ограничение заключается в том, что эхогенность селезенки не определялась количественно по абсолютной величине. Однако на практике оценка эхогенности является полусубъективной и предполагает сравнение с соседними структурами. Чтобы отразить это и сделать исследование более практичным, была выбрана полуколичественная система оценки.Наконец, измерения в селезенке проводились одним наблюдателем. Это не позволяет контролировать любую изменчивость между наблюдателями. Однако оценка вариабельности измерений изображений между наблюдателями не была целью исследования.

Заключение

Protocol DB может быть предпочтительнее для получения сильного седативного эффекта у кошек, когда следует избегать изменений изображения селезенки. После АБ следует ожидать легкую спленомегалию. Однако протокол AB не может ни объяснить выраженную спленомегалию на УЗИ, ни изменить эхогенность селезенки.

Заявление о доступности данных

Оригинальные материалы, представленные в исследовании, включены в статью / дополнительные материалы, дальнейшие запросы можно направлять соответствующим авторам.

Заявление об этике

Исследование на животных было рассмотрено и одобрено Комитетом по утилизации животных (Университет Монреаля).

Авторские взносы

CF, PS и GB разработали исследование. PS выбрал седативные протоколы.CF провела исследование, включая анализ изображений, и подготовила рукопись. GB провел статистический анализ. Все авторы просмотрели и одобрили окончательную рукопись.

Финансирование

Это исследование было предоставлено Фондом здоровья домашних животных факультета ветеринарной медицины Университета Монреаля при поддержке Zoetis. Зоэтис не принимал участия в разработке дизайна исследования или рецензировании / утверждении рукописей.

Конфликт интересов

PS предоставляет консультационные услуги и получает гонорары от Zoetis.

Остальные авторы заявляют, что исследование проводилось при отсутствии каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могли бы быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить доктора Люсиль Дананд, которая помогла с манипуляциями с кошками, и техников диагностической визуализации из CHUV на факультете ветеринарной медицины Монреальского университета, которые помогли с получением изображений компьютерной томографии.

Список литературы

1.Бальдо К.Ф., Гарсия-Перейра, Флорида, Нельсон, Северная Каролина, Хауптман Дж. Г., Ши А.С. Влияние анестетиков на объем селезенки собак, определяемое с помощью компьютерной томографии. Am J Vet Res. (2012) 73: 1715–9. DOI: 10.2460 / ajvr.73.11.1715

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

2. Хасюк МММ, Гарсия-Перейра, Флорида, Берри ЧР, Эллисон GW. Влияние однократной внутривенной болюсной инъекции альфаксалона на объем селезенки собаки по данным компьютерной томографии. Can J Vet Res. (2018) 82: 203–7.

PubMed Аннотация | Google Scholar

4. Сутил Д.В., Маттосо CRS, Вольпато Дж., Вайнерт NC, Коста А., Антунес Р.Р. и др. Гематологические и допплерографические изменения селезенки у собак, получавших седативные препараты ацепромазином или ксилазином. Vet Anaesth Analg. (2017) 44: 746–54. DOI: 10.1016 / j.vaa.2016.11.012

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

5. Уилсон Д.В., Эванс А.Т., Карпентер Р.А., Mullineaux DR. Влияние четырех протоколов анестезии на размер селезенки у собак. Vet Anaesth Analg. (2004) 31: 102–8. DOI: 10.1111 / j.1467-2987.2004.00152.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

6. Auger M, Fazio C, de Swarte M, Bussieres G, Schaefer D, Springer CM. Введение некоторых седативных препаратов связано с вариациями в размере селезенки при сонографии и рентгенографии у здоровых кошек. Ветеринарная радиология УЗИ. (2019) 60: 717–28. DOI: 10.1111 / vru.12791

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

7.Риз С.Л., Зекас Л.Дж., Язбик М.С., Леман А., Коуто К.Г. Влияние севофлурановой анестезии и донорства крови на сонографический вид селезенки у 60 здоровых кошек. Ветеринарная радиология УЗИ. (2013) 54: 168–75. DOI: 10.1111 / j.1740-8261.2012.01990.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

8. Hanson JA, Papageorges M, Girard E, Menard M, Hebert P. Ультрасонографические проявления болезни селезенки у 101 кошки. Ветеринарная радиология УЗИ. (2001) 42: 441–5.DOI: 10.1111 / j.1740-8261.2001.tb00967.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

9. Лейнонен М.Р., Раэкаллио М.Р., Вайнио О.М., О’Брайен Р.Т. Влияние анестезии на контрастное ультразвуковое исследование селезенки кошек. Вет Дж. (2011) 190: 273–7. DOI: 10.1016 / j.tvjl.2010.10.013

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

10. Атиэ Г., Квитко-Уайт Х, Сполдинг К., Джонсон М. Ультрасонографические проявления гистоплазмоза, выявленные в селезенке у 15 кошек. Ветеринарная радиология УЗИ. (2014) 55: 310–4. DOI: 10.1111 / vru.12127

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

11. Сато А.Ф., Солано М. Ультрасонографические данные при заболевании тучных клеток брюшной полости: ретроспективное исследование 19 пациентов. Ветеринарная радиология УЗИ. (2004) 45: 51–7. DOI: 10.1111 / j.1740-8261.2004.04008.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

12. Спанглер У.Л., Калбертсон МР. Распространенность и тип заболеваний селезенки у кошек: 455 случаев (1985–1991). J Am Vet Med Assoc. (1992) 201: 773–6.

PubMed Аннотация | Google Scholar

13. Рибас Т., Бублот I, Жюно С., Бофрер Х., Ранну Б., Ганьер П. и др. Влияние внутримышечной седации альфаксалоном и буторфанолом на эхокардиографические измерения у здоровых кошек. J Feline Med Surg. (2015) 17: 530–6. DOI: 10.1177 / 1098612X14551187

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

14. Sayre RS, Spaulding KA. Составление стандартного протокола и определение размера и внешнего вида селезенки у здоровых кошек. J Feline Med Surg. (2014) 16: 326–32. DOI: 10.1177 / 1098612X13508947

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

15. Дойч Дж., Джоллифф К., Арчер Э., Лис Е.А. Внутримышечная инъекция альфаксалона в сочетании с буторфанолом для седативного эффекта кошкам. Vet Anaesth Analg. (2017) 44: 794–802. DOI: 10.1016 / j.vaa.2016.05.014

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

16. Барлоу М.А., Део С., Джонсон С., Кэффри Дж.Л.Ваготонические эффекты энкефалина не опосредуются симпатолитическими механизмами. Exp Biol Med (Maywood). (2006) 231: 387–95. DOI: 10.1177 / 153537020623100404

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

17. Рейтан Дж. А., Стенгерт КБ, Ваймор М.Л., Мартуччи Р.В. Центральный вагусный контроль фентанил-индуцированной брадикардии во время анестезии галотаном. Anesth Analg. (1978) 57: 31–6. DOI: 10.1213 / 00000539-197801000-00007

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

18.Rutlen DL, Vengen OA, Ilebekk A. Регулирование размера внутренних органов во время стимуляции мускариновых рецепторов у анестезированной свиньи. Acta Physiol Scand. (1990) 138: 337–44. DOI: 10.1111 / j.1748-1716.1990.tb08855.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

19. Muir W, Lerche P, Wiese A, Nelson L, Pasloske K, Whittem T. Кардиореспираторные и анестезирующие эффекты клинических и супраклинических доз альфаксалона у собак. Vet Anaesth Analg. (2008) 35: 451–62. DOI: 10.1111 / j.1467-2995.2008.00406.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

20. Гранхольм М., МакКусик БК, Вестерхольм ФК, Аспегрен Дж.С. Оценка клинической эффективности и безопасности дексмедетомидина или медетомидина у кошек и их отмены атипамезолом. Vet Anaesth Analg. (2006) 33: 214–23. DOI: 10.1111 / j.1467-2995.2005.00259.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

21.Читатель RC, Бартон Б.А., Абельсон А.Л. Сравнение двух протоколов внутримышечной седации по седации, восстановлению и простоте венепункции у кошек, перенесших донорство крови. J Feline Med Surg. (2019) 21: 95–102. DOI: 10.1177 / 1098612X18760434

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

22. Нагоре Л., Солер С., Гил Л., Серра И., Солер Г., Редондо Дж. И.. Седативный эффект дексмедетомидина, дексмедетомидина-петидина и дексмедетомидина-буторфанола у кошек. J Vet Pharmacol Ther. (2013) 36: 222–8. DOI: 10.1111 / j.1365-2885.2012.01405.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

23. Феррандис И., Яковлевич С., Апреа Ф., Корлетто Ф. Влияние двух седативных протоколов и гепатоспленочная болезнь на допплеровские индексы селезеночных артерий у собак: предварительное исследование. Вет Дж. (2013) 197: 712–6. DOI: 10.1016 / j.tvjl.2013.03.030

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

25. Рен Л.М., Накане Т., Чиба С.Характеристики ответов изолированных и перфузированных селезеночных артерий собак на вазоактивные вещества и на периартериальную электрическую стимуляцию. Jpn J Pharmacol. (1994) 64: 19-25. DOI: 10.1254 / jjp.64.19

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

26. Oliveira CR, Mitchell MA, O’Brien RT. Компьютерная томография грудной клетки у пациентов из семейства кошачьих без применения химических ограничителей. Ветеринарная радиология УЗИ . (2011) 52: 368–76. DOI: 10.1111 / j.1740-8261.2011.01814.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

27. Oliveira CR, Ranallo FN, Pijanowski GJ, Mitchell MA, O’Brien MA, McMichael M, et al. VetMousetrap: устройство для компьютерной томографии грудной клетки бодрствующих кошек. Ветеринарная радиология УЗИ . (2011) 52: 41–52. DOI: 10.1111 / j.1740-8261.2010.01726.x

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

28. Тамура Дж., Исидзука Т., Фукуи С., Ояма Н., Кавасе К., Итами Т. и др.Седативное действие альфаксалона, вводимого кошкам внутримышечно. J Vet Med Sci. (2015) 77: 897–904. DOI: 10.1292 / jvms.14-0200

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Малеат ацепромазина для использования в ветеринарии

Вопросы?
Звоните 1-877-357-9661

Барбара Форни, VMD

Обзор

Терапевтический класс
Фенотиазиновый транквилизатор

Виды
Собаки, кошки и лошади

Могут быть прописаны ветеринарами для:
Транквилизаторы, седативные, успокаивающие и противорвотные средства.

Поиск доступных лекарственных форм

Основная информация

Малеат ацепромазина представляет собой производное фенотиазина, которое используется в качестве нейролептика в ветеринарии. Это обычно используемый транквилизатор для собак, кошек и лошадей. Фенотиазины снижают уровень дофамина и угнетают некоторые части активирующей системы ретикулярной системы. Ацепромазин метаболизируется в печени и выводится с мочой.

Помимо транквилизатора, ацепромазин обладает множеством других важных системных эффектов, включая антихолинергические, противорвотные, спазмолитические, антигистаминные и альфа-адреноблокирующие свойства.Ацепромазин вызывает гипотензию из-за снижения вазомоторного тонуса. Это может изменить частоту сердечных сокращений и дыхания, а также способность к терморегуляции, допуская либо гипо-, либо гипертермию.

Ацепромазин можно вводить внутримышечно, внутривенно или перорально. Он не оказывает обезболивающего, а успокаивающий эффект препарата можно неожиданно преодолеть, особенно с помощью сенсорной стимуляции. Ацепромазин обычно менее эффективен, если его вводить после возбуждения животного. Реакция на ацепромазин очень индивидуальна, и, несмотря на то, что это очень часто используемый препарат, существуют важные разновидности и даже различия пород в ответе на ацепромазин, которые необходимо принимать во внимание (см. Меры предосторожности).

Собаки и кошки

Ацепромазин — один из наиболее часто используемых транквилизаторов для собак и кошек. Он снижает беспокойство, вызывает угнетение центральной нервной системы и снижение артериального давления и частоты сердечных сокращений. Он может использоваться в сочетании с атропином в качестве предоперационного лекарства от беспокойства и из-за его антиаритмического эффекта. Ацепромазин внутрь может быть назначен для предотвращения укачивания, временного уменьшения зуда и царапин из-за аллергии или перед визитом в кабинет, стрижкой ногтей или назначением ухода, если животное слишком беспокойно, чтобы с ним можно было безопасно обращаться без седативных средств.Некоторые ветеринары неохотно назначают ацепромазин при тревоге во время путешествия, когда животное может подвергаться воздействию экстремальных температур, например, во время перелета или когда доступ к ветеринарной помощи может быть ограничен. Другие препараты, используемые при тревоге во время путешествий / укачивании, включают меклизин, дифенгидрамин и диазепам. Иногда животные (особенно кошки) могут проявлять парадоксальную реакцию на ацепромазин и становиться возбужденными или агрессивными.

Лошади

Ацепромазин — один из наиболее часто используемых транквилизаторов для лошадей.Его можно использовать отдельно или в сочетании с другими седативными препаратами, такими как ксилазин, детомидин или буторфанол. Поскольку ацепромазин снижает артериальное давление за счет расширения мелких кровеносных сосудов, его иногда назначают на ранних этапах лечения ламинита, чтобы уменьшить спазм сосудов и, возможно, улучшить кровообращение в копыте.

Ацепромазин также применяется у лошадей, склонных к рабдомиолизу при физической нагрузке, как в профилактических целях, так и в составе лечения из-за его сосудорасширяющих свойств.Когда ацепромазин используется для лечения более тяжелых случаев рабдомиолиза при физической нагрузке, может потребоваться внутривенное введение жидкости для увеличения гидратации и поддержки функции почек.

Начало действия ацепромазина зависит от пути введения; пероральный прием ацепромазина может занять от 30 минут до одного часа. Эффект от ацепромазина длится от одного до четырех часов, но он значительно варьируется в зависимости от дозы и у отдельных лошадей. Ацепромазин является запрещенным веществом на самых санкционированных соревнованиях.Пероральное введение или длительное повторное введение может увеличить время обнаружения.

Побочные эффекты

• Часто: Ацепромазин вызывает гипотонию, снижение частоты дыхания и брадикардию. Собаки особенно чувствительны к побочным эффектам со стороны сердечно-сосудистой системы, но сердечно-сосудистый коллапс также встречается у кошек. У некоторых животных может наблюдаться внезапный коллапс, снижение или отсутствие пульса и дыхания, бледность десен и потеря сознания.
• Редко: сообщалось о смертельном взаимодействии с анестетиками.
• Ацепромазин вызывает дозозависимое снижение гематокрита как у собак, так и у лошадей. Этот эффект наступает в течение 30 минут после приема и может длиться 12 часов и более. Гематокрит у лошадей может снизиться на 50%.
• Паралич полового члена является редким, но признанным побочным эффектом ацепромазина у лошадей. Следует избегать применения этого препарата у племенных жеребцов.

Меры предосторожности

• Ацепромазин снижает артериальное давление.Его нельзя использовать у обезвоженных, анемичных или находящихся в состоянии шока животных.
• Ацепромазин следует избегать или применять с особой осторожностью у пожилых животных или у животных с заболеваниями печени, сердечными заболеваниями, травмами или истощением. Если он используется для этих животных, его следует давать в очень малых дозах. У некоторых пожилых животных очень малая доза может иметь заметный и очень продолжительный эффект.
• Ацепромазин не следует применять животным с эпилепсией в анамнезе, склонным к припадкам или получавшим миелограмму, поскольку он может снизить порог припадков.
• Ацепромазин не следует применять животным с отравлением столбняком или стрихнином.
• Ацепромазин следует избегать при беременности или в период кормления грудью. Его следует избегать или использовать с особой осторожностью у молодых животных из-за его влияния на способность животных к терморегуляции.
• Собаки: Гигантские породы и борзые могут быть чрезвычайно чувствительны к ацепромазину, тогда как терьерам могут потребоваться более высокие дозы. Брахицефальные породы, особенно боксеры, особенно склонны к побочным эффектам со стороны сердечно-сосудистой системы (падение артериального давления и замедление сердечного ритма).У этих пород следует избегать приема ацепромазина или применять его с большой осторожностью.
• Лошади: Рабочие породы лошадей особенно чувствительны к большинству седативных средств, включая ацепромазин. Породы пони не отличаются от лошадей по реакции на ацепромазин.

Взаимодействие с другими лекарствами

• Животным, получающим ацепромазин, потребуются более низкие дозы барбитуратов, наркотиков и других анестетиков. Эти комбинации усиливают угнетение центральной нервной системы.
• Противодиарейные смеси, такие как Kaopectate® и Pepto-Bismol®, или антациды уменьшают всасывание ацепромазина при пероральном приеме.
• Ацепромазин не следует использовать в течение одного месяца после дегельминтизации с фосфаторганическими соединениями.
• Было показано, что хинидин, адреналин, пропанолол, прокаина гидрохлорид и фенитоин имеют значительные лекарственные взаимодействия с фенотиазинами. Перед одновременным введением следует запросить дополнительную информацию.

Передозировка

• Передозировка вызовет чрезмерный седативный эффект, замедление дыхания и сердечного ритма, бледность десен, неустойчивую походку, плохую координацию и неспособность стоять. Это также может вызвать внезапный обморок, потерю сознания, судороги и смерть.
• Передозировку при пероральном приеме следует лечить путем опорожнения желудка, а также наблюдения и другой поддерживающей терапии.
• Фенилэфрин и норадреналин являются препаратами выбора для лечения гипотензии, вызванной ацепромазином.Барбитураты или диазепам могут использоваться для лечения судорог, связанных с передозировкой.

Об авторе

Доктор Барбара Форни — практикующий ветеринар из округа Честер, штат Пенсильвания. Она имеет степень магистра зоотехники в Университете Делавэра и окончила Школу ветеринарной медицины Пенсильванского университета в 1982 году.

Она начала проявлять интерес к обучению клиентов и медицинскому письму в 1997 году. Последние публикации включают в себя отрывки из «Справочника по лекарствам для вашей собаки и кошки» из «Книги о таблетках», а также самые последние публикации «Понимание лекарств для лошадей», опубликованные Bloodhorse.

Доктор Форни — ветеринар FEI и активный член AAEP, AVMA и AMWA.

Буккальное введение тилетамин-золазепама для успокоения кошек

13 января 2020 г. — Новости

Наиболее часто используемые пути введения седативных и анальгетических средств в ветеринарии — внутримышечно или подкожно, но гуманное удержание кошек для этих процедур может быть затруднено и вызвать побочные реакции. Возможны также уколы.

Буккальное введение (БА) — это простая и безболезненная процедура, при которой лекарства вводятся в полость рта и контактируют со слизистой оболочкой щек. В отличие от перорального приема, избегают эффекта первого прохождения через печень, поэтому терапевтические концентрации в крови достигаются быстрее.

В этом исследовании изучались седативные и физиологические эффекты тилетамин-золазепама (TZ), вводимого БА, у кошек. Тилетамин относится к семейству циклогексаминов, а золазепам — бензодиазепин.Комбинация обычно используется у кошек, а также может вводиться внутримышечно, подкожно, внутривенно или интраназально.

Каждой кошке дали две дозы TZ (5 мг / кг — низкая доза и 7,5 мг / кг — высокая доза). Затем оценивали желудочно-кишечные и седативные эффекты каждой кошки для каждой дозы и измеряли кардиореспираторные параметры.

Результаты показали, что седативный эффект достигается эффективно при обеих дозах, а спокойствие кошек способствовало удержанию вручную и стрижке без отвращения в течение более 30-45 минут.Измерения тепловыделения также существенно не различались между дозами, но систолическое артериальное давление и частота дыхания были значительно ниже, когда кошки получали 7,5 мг / кг TZ.

Продолжительность седативного эффекта в этом исследовании была аналогична предыдущим исследованиям, в которых ТЗ вводился внутривенно, но БА показала более медленное начало.

Таким образом, использование техники BA для введения TZ может быть эффективным способом химического сдерживания кошек и может заменить инъекции, что приведет к улучшению опыта пациентов и их владельцев во время ветеринарных консультаций.

Неджамкин П. и др. Седативный и физиологический эффекты тилетамина-золазепама после буккального введения кошкам . Журнал кошачьей медицины и хирургии. 2019 8 января. Doi: 10.1177 / 1098612X19827116journals.sagepub.com / home / jfm

Рандомизированное слепое клиническое исследование

Abstract

Это исследование было направлено на оценку анальгетической эффективности двух режимов дозирования с использованием двух различных концентраций бупренорфина у кошек, перенесших удаление зубов.Двадцать три кошки с заболеваниями полости рта (8,2 ± 2,2 года; 4,9 ± 0,9 кг) были включены в проспективное слепое рандомизированное клиническое исследование. Кошки случайным образом получали либо Симбадол (1,8 мг / мл; 0,24 мг / кг, подкожно, каждые 24 часа: SG, n = 11), либо Ветергезик (0,3 мг / мл; 0,02 мг / кг, внутримышечно, каждые 8 ​​часов: VG, n = 12. ) на протяжении всего исследования. Они были госпитализированы в день 0, прошли осмотр / рентгенограммы / лечение полости рта под общей анестезией (блоки бупренорфин-пропофол-изофлуран-мелоксикам-местный анестетик) в 1-й день и выписаны на 4-й день.Седативный эффект и боль оценивали с использованием динамической интерактивной визуальной аналоговой шкалы (день 1) и шкалы комбинированной оценки боли Glasgow — Feline (CMPS-F; до 8 часов после операции в день 1, 8:00, 16:00 и полночь в дни 2 и 2). 3 и 8 утра в день 4) соответственно. Спасательная анальгезия применялась с гидроморфоном (0,05 мг / кг внутривенно в 1-й день или 0,1 мг / кг внутримышечно после 2-го дня), когда CMPS-F ≥ 5. Регистрировалось возмущение, определяемое как любой тип поведения побега, связанный с отвращением к введению лекарства.Показатели седативного действия и боли, распространенность экстренной анальгезии и негодование во время введения лекарства анализировали с использованием линейных смешанных моделей и точного теста Фишера, соответственно ( p <0,05). Показатели боли и седативного эффекта существенно не различались между группами. Показатели седативного эффекта были значительно выше в течение 2 часов после операции в обеих группах. Показатели боли в SG и VG были значительно выше до 8 часов после операции и 8 часов утра 2-го дня, соответственно, по сравнению с исходным уровнем. Распространенность экстренной анальгезии и негодования существенно не различалась между группами (SG: 27.3%, VG: 33,3% и SG: 0%, VG: 25% соответственно). Симбадол оказывал анальгетический эффект, аналогичный Ветергезику, без недовольства во время приема препарата.

Образец цитирования: Watanabe R, Marcoux J, Evangelista MC, Dumais Y, Steagall PV (2020) Обезболивающие эффекты бупренорфина (Ветергетик или Симбадол) у кошек, подвергающихся удалению зубов: рандомизированное слепое клиническое испытание. PLoS ONE 15 (3):
e0230079.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0230079

Редактор: Джон М.Streicher, Медицинский колледж Университета Аризоны, США

Поступила: 2 ноября 2019 г .; Принята к печати: 20 февраля 2020 г .; Опубликовано: 6 марта 2020 г.

Авторские права: © 2020 Watanabe et al. Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника.

Доступность данных: Все соответствующие данные находятся в документе и его файлах с вспомогательной информацией.

Финансирование: Это исследование финансировалось Zoetis (RW, PS) (https://www.zoetisus.com). Зоэтис прочитал и принял предложение об исследовании и публикацию рукописи, но он не играл никакой роли в дизайне исследования, сборе и анализе данных или подготовке рукописи.

Конкурирующие интересы: Д-р Пауло Стигалл получил гонорары докладчика и оказывал консультационные услуги Zoetis.Это не влияет на нашу приверженность политике PLOS ONE в отношении обмена данными и материалами.

Введение

Заболевания пародонта, включая гингивит и пародонтит, являются патологией, вызванной зубным налетом, и представляют собой серьезную проблему для здоровья. Он вызывает боль и воспаление и снижает потребление пищи как человеком, так и домашними животными [1–4]. У кошек для лечения обычно требуется многократное удаление зубов, а процедура может быть инвазивной и болезненной. Исследования в нашей лаборатории показали, что кошкам требуется длительное обезболивающее лечение опиоидами, местными анестетиками и нестероидными противовоспалительными препаратами (НПВП) после многократного удаления зубов [4].

Опиоидные анальгетики обычно назначают как часть периоперационной мультимодальной анальгезии для купирования острой боли в ветеринарии [5]. Однако полные агонисты μ-опиоидных рецепторов, такие как гидроморфон, оксиморфон и фентанил, не одобрены для использования у домашних животных. Кроме того, их недоступность в Северной Америке становится критической проблемой, которая может поставить под угрозу уход за животными и их благополучие.

Бупренорфин — сильнодействующий липофильный анальгетический опиоид, который широко используется при лечении острой боли.Препарат обычно считают частичным агонистом μ-опиоидных рецепторов. Бупренорфин часто назначают для снятия боли у кошек, поскольку о побочных эффектах сообщалось редко. Кошки обычно демонстрируют эйфорическое поведение, и было показано, что бупренорфин оказывает механическое и термическое антиноцицептивное действие [6–8]. С другой стороны, препарат не оказал обезболивающего у некоторых кошек, перенесших овариогистерэктомию [9]. По этой причине препарат обычно назначают как часть мультимодальной анальгезии.Действительно, частота анальгетической неэффективности ниже, когда бупренорфин вводится в сочетании с другими анальгетиками, чем при приеме отдельно [7,10,11].

Vetergesic ™ (раствор гидрохлорида бупренорфина для инъекций, 0,3 мг / мл, Champion Alstoe, Whitby, ON, Canada) одобрен для использования у кошек в нескольких странах. Например, в Канаде указанная доза для внутримышечного введения Ветергезика составляет 0,02 мг / кг. Действительно, эта концентрация аналогична составам бупренорфина, используемым для людей, которые часто вводятся «не по назначению» в ветеринарии (например,грамм. Бупренекс ™). Simbadol ™ (инъекция бупренорфина гидрохлорида, 1,8 мг / мл, Zoetis, Parsippany, New Jersey, USA) — это одобренный FDA опиоидный анальгетик для кошек. На вкладыше к лекарству указано, что Симбадол обеспечивает 24-часовой контроль боли после однократного подкожного введения; Для послеоперационного обезболивания можно сделать всего три инъекции. Из-за его длительных анальгетических свойств и одобрения FDA для использования у кошек существует интерес к назначению бупренорфина для лечения боли, связанной с удалением зубов, в сочетании с блокадой зубных нервов и введением НПВП у этого вида.Кроме того, неизвестно, будут ли однократные или многократные ежедневные инъекции Симбадола или Ветергезика с использованием разных путей и интервалов введения, соответственно, вызывать различные обезболивающие эффекты и частоту нежелательных явлений (т. Е. Негодование по поводу приема лекарств). Вполне возможно, что разные режимы дозирования по-прежнему могут давать аналогичный обезболивающий эффект.

Целью исследования было оценить обезболивающую эффективность и побочные эффекты Симбадола по сравнению с Ветергезиком в рамках мультимодального режима у кошек, перенесших удаление зубов.Наша гипотеза заключалась в том, что при использовании комбинированной шкалы оценки боли Glasgow Composite Measure Pain-Feline (CMPS-F) Глазго (CMPS-F), эти два лечения дадут схожие оценки послеоперационной боли, побочные эффекты, время и распространенность экстренной анальгезии.

Материалы и методы

Дизайн исследования

Дизайн исследования представлял собой проспективное слепое рандомизированное клиническое исследование. Все экспериментальные процедуры были одобрены комитетом по уходу за животными и их использованию Университета Монреаля (18-Rech-1927), и результаты этого исследования представлены в соответствии с руководящими принципами CONSORT [Руководство CONSORT; http: // www.consort-statement.org]. Экспериментальное исследование проводилось в Centre Hospitalier Universitaire vétérinaire (CHUV), учебной ветеринарной больнице факультета ветеринарной медицины Университета Монреаля, с августа 2018 г. по апрель 2019 г.

Животные

Тридцать взрослых кошек, принадлежащих клиенту, были набраны после информированного письменного согласия. Кошки были включены на основании медицинских карт, полного медицинского осмотра, гематологического и биохимического анализа и не должны были иметь системных заболеваний.В исследование были включены кошки с оценкой состояния тела от 3 до 7 из 9 и с умеренным или тяжелым заболеванием полости рта. Тяжесть заболевания определялась с использованием стоматологической балльной системы, которая включала количество и место удаления зубов: клык: 3 балла, третий премоляр верхней челюсти или моляр нижней челюсти: 2 балла, второй премоляр верхней челюсти или премоляр нижней челюсти: 1 балл. 2 балла давались, если были удалены семь или более резких зубов и / или первых премоляров нижней челюсти; 1 балл давался, если было удалено шесть или меньше зубов [4].Был рассчитан общий стоматологический балл, и в это исследование были включены кошки с зубным баллом ≥ 6. Кошки были исключены, если они проявляли пугающее поведение, которое могло повлиять на оценку боли, сопутствующие медицинские состояния или заболевания (например, рак, почечные, сердечно-сосудистые, печеночные или желудочно-кишечные заболевания) и / или получали какие-либо лекарства, включая анальгетики и антибиотики, в течение не более 10 дней до изучение началось. Кошки были госпитализированы в день 0 и прошли обследование полости рта, рентгенограммы и лечение под общей анестезией в день 1 (рис. 1).Все пациенты были выписаны на 4-е сутки.

Рис. 1. Схема временных точек для введения бупренорфина во время исследования.

На временной шкале показан пример 4-часовой стоматологической процедуры на кошке, включая временные точки боли и оценку седативного эффекта.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0230079.g001

Групповое размещение.

Все кошки были случайным образом распределены в одну из двух групп лечения: Ветергезическая группа [Vetergesic 0.02 мг / кг внутримышечно (IM) три раза в день (8:00, 16:00 и полночь) в течение 3 дней] или группа Симбадол [Симбадол 0,24 мг / кг подкожно (SC) один раз в день (8:00) в течение 3 дней]. Рандомизация проводилась с использованием генератора случайных перестановок (http://www.randomization.com) (рис. 1). Внутримышечное и подкожное введение всегда выполнялось над эпаксиальными мышцами и между лопатками, соответственно, лицами, не участвовавшими в седативных эффектах или оценке боли (ME и PS).

Анестезиологические и хирургические процедуры.

Всем кошкам была проведена премедикация Ветергезиком или Симбадолом в дозах, описанных выше. Эвтектическая смесь крема для местной анестезии (крем EMLA с лидокаином 2,5% и крем с прокаином 2,5%, Astra Zeneca, Mississauga, ON, Canada) была нанесена и покрыта полиэтиленовой пленкой и лейкопластырем после стрижки волос по коже одного из головных участков. вены. Внутривенный (IV) игольчатый катетер размером 22 G x 1 дюйм в асептических условиях помещали в головную вену примерно через 20 минут после премедикации.Анестезию вызывали пропофолом (Propoflo 28, 10 мг / мл, Zoetis, Kirkland, QC, Канада), который вводили внутривенно для обеспечения эндотрахеальной интубации после распыления на черпадные хрящи 0,05 мл 2% лидокаина (стерильная инъекция лидокаина гидрохлорида, 20 мг / мл. , Vétoquinol N.-A.Inc, Lavaltrie, QC, Канада). Затем эндотрахеальную трубку подключили к коаксиальной системе Mapleson D. Анестезия поддерживалась изофлураном, испаренным в кислороде, одним ветеринаром, имеющим опыт анестезии (ME).Насыщение гемоглобина кислородом, частота сердечных сокращений, полученная при электрокардиографии отведения II, частота дыхания, углекислый газ в конце выдоха, концентрации изофлурана на вдохе и выдохе, непрямое кровяное давление с помощью осциллометрии и ректальная температура контролировались каждые 5 минут во время анестезии с помощью многопараметрического монитора ( Ветеринарный многопараметрический монитор Lifewindow 6000 В; Digicare Animal Health, Бойнтон-Бич, Флорида, США). Артериальное давление также контролировалось с помощью доплеровского монитора потока и сфигмоманометра.Ширина манжеты, используемая для мониторинга артериального давления, составляла примерно 40% от окружности конечности. Раствор Рингера с лактатом (Lactated Ringer’s Inj. Bag / 500 мл, McCarthy & Sons Service, Калгари, AB, Канада) вводили со скоростью 5 мл / кг / час в течение первого часа процедуры. Затем скорость жидкости была скорректирована в зависимости от статуса гидратации и потребностей кошки (2–5 мл / кг / час). Если наблюдалась гипотензия (среднее артериальное давление <60 мм рт. Ст.), Вводили болюс изотонического раствора (5 мл / кг в течение 15 минут).Блокада зубного нерва, включая блокаду подглазничного, верхнечелюстного и / или нижнеальвеолярного нижнечелюстного нерва, была выполнена с 0,5% бупивакаином (Sensorcaine, 5 мг / мл, AstraZeneca, ON, Канада) с использованием иглы 25-G в зависимости от места удаления зубов ( 0,2–0,3 мл / участок в зависимости от количества блоков, необходимых после рентгенограммы и примерно за 20 минут до процедуры). Блок повторяли, если во время удаления зубов наблюдались симпатические реакции на хирургическую стимуляцию.Суммарная доза бупивакаина для всех анестезиологических блокировок не превышала 2 мг / кг. Мелоксикам (0,2 мг / кг, п / к, раствор для инъекций метакама 5 мг / мл; Boehringer Ingelheim, Burlington, ON, Canada) вводили в конце хирургической процедуры. Пероральное введение мелоксикама (0,05 мг / кг, метакам 0,5 мг / мл пероральная суспензия для кошек; Boehringer Ingelheim, Burlington, ON, Canada) продолжалось в течение трех дней через 24, 48 и 72 часа после первой дозы в соответствии с рекомендациями на этикетке. в Канаде.Стоматологическое лечение проводилось резидентом (JM) и сертифицированным ветеринаром (YD) Американского ветеринарного стоматологического колледжа (AVDC). Стоматологические параметры [т.е. Стадия пародонта (0–4), индекс десны, зубного камня и налета (0–2), количество удалений зубов и оценка зубов] оценивались под общей анестезией в соответствии с определением AVDC [Номенклатура AVDC. https://www.avdc.org/Nomenclature/Nomen-Intro.html.]. Время анестезии (время, прошедшее от введения пропофола до выключения шкалы испарителя изофлурана), время процедуры (время, прошедшее с начала стоматологической процедуры [i.е. удаление зубного камня] до завершения всех процедур [т. е. полировка]) и время операции (время, прошедшее от первого разреза до наложения последнего шва).

Оценка седативного эффекта

баллов седативного действия оценивал человек (RW), который не знал о группах лечения, с использованием динамической и интерактивной визуальной аналоговой шкалы (DIVAS), где 0 считалось отсутствием седативного эффекта, а 100 — максимальным седативным действием [13]. Эти оценки были выполнены примерно за 60 минут до премедикации (исходный уровень), через 20 минут после премедикации и при 0.Через 5, 1, 2, 4, 8 часов после операции на 1-е сутки (рис. 1).

Оценка боли

Для оценки боли использовались CMPS-F [12] и Feline Grimace Scale (FGS) [14]. Данные, касающиеся FGS, здесь не представлены и будут использоваться в рамках дополнительной проверки инструмента у кошек, которым проводится удаление зубов. Результат этого исследования был основан исключительно на шкале CMPS-F. Боль всегда оценивал тот же человек, который также оценивал седативный эффект. Оценка боли проводилась в те же временные точки, которые описаны выше для седации в день 1 (за исключением 20 минут после премедикации), и в 8:00, 16:00 и в полночь во 2 и 3 дни и в 8:00 на 4 день ( Рисунок 1).

Обида на прием лекарств

Обида считалась любым типом побега, связанным с отвращением к введению наркотиков, включая вокализацию, шипение, рычание и попытку укусить. Обида регистрировалась как присутствующая или отсутствующая у лиц, которые вводили бупренорфин во время приема лекарства.

Спасательная анальгезия

Кошкам вводили гидроморфон либо в дозе 0,05 мг / кг внутривенно (если внутривенный катетер был на месте, в 1 день), либо 0.1 мг / кг внутримышечно (если внутривенный катетер был удален на 2–4 дни), если баллы по шкале CMPS-F были ≥ 5/20. Оценка боли проводилась через 30 минут после экстренной анальгезии для обеспечения комфорта пациента. Оценки боли и седативного эффекта, полученные после экстренной анальгезии, были исключены из статистического анализа, но оценка седативного эффекта и боли продолжалась до конца исследования. Лечение бупренорфином было прекращено после приема гидроморфона.

Статистический анализ

Статистический анализ проводился с использованием стандартного статистического программного обеспечения (SPSS Statistics V25, IBM, США).Анализ мощности был рассчитан перед исследованием и показал, что размер выборки из 8 кошек на группу потребуется для обнаружения разницы в 3 балла между двумя группами с использованием CMPS-F с альфа-значением 0,05, мощностью 80% и стандартное отклонение 2 балла. Размер выборки был увеличен, чтобы компенсировать любую индивидуальную вариабельность оценки боли и вероятность того, что у кошек с зубной оценкой 6, пациенты будут исключены.

Данные были проверены на нормальность с помощью теста Шапиро-Уилка.Демографические данные для каждой группы лечения сравнивали с использованием независимого t-критерия или критерия Манна-Уитни U, где это было необходимо. Чтобы нормализовать распределение оценок седативного эффекта, преобразование log ₁₀ было выполнено после добавления единицы ко всем значениям, поскольку исходные значения были равны нулю. Показатели седативного эффекта и боли сравнивались между курсами лечения и между исходным уровнем и каждой временной точкой с использованием линейной смешанной модели для повторных измерений. Время и группа лечения, а также их взаимодействие считались фиксированными эффектами.Кошка считалась случайным эффектом, и стоматологическая оценка была добавлена ​​в качестве ковариаты к модели. Лучшие структуры ковариации (авторегрессия первого порядка) оценивались с использованием информационных критериев, которые измеряли относительное соответствие конкурирующей модели ковариации. Процедура Бенджамини-Хохберга использовалась для корректировки альфа-уровня для каждого сравнения. Распространенность экстренной анальгезии и негодования (дихотомические данные) во время введения бупренорфина сравнивали между группами лечения с использованием точного критерия Фишера.Статистически значимыми считались значения p <0,05.

Результаты

Семь кошек были исключены из исследования; шесть кошек были исключены из-за стоматологической оценки <6, а у одной кошки во время госпитализации после стоматологического лечения развилось поведение страха. Таким образом, было включено 23 кошки (12 кошек в группе Vetergesic и 11 кошек в группе Simbadol). Блок местной анестезии был повторен у двенадцати кошек (по 6 кошек в каждой группе). Временная умеренная гипотензия наблюдалась у двенадцати кошек (по 6 кошек в каждой группе), состояние которой улучшилось после болюсного введения жидкости.

У одной кошки в группе Симбадола к вечеру 3-го дня развилось заболевание верхних дыхательных путей и конъюнктивит. Антибиотики [амоксициллин / клавулановая кислота (125 мг / кг / перорально 2 раза в сутки, Clavamox, Zoetis, Kirkland, QC, Канада) и тетрациклин (смазка для глаз 3 раза в сутки. , Terramycin, Zoetis, Kirkland, QC, Canada)] вводили в течение 10 дней. У одной кошки из группы Vetergesic развилась астма и заболевание верхних дыхательных путей на 2 день (т.е. в полдень), для чего потребовались антибиотики (амоксициллин / клавулановая кислота: 62,5 мг / кг / перорально 2 раза в сутки в течение 14 дней) и ингаляционное введение флутиказона (250 мкг / 2 раза в день, Flovent. HFA, GlaxoSmithKline Inc., Mississauga, ON) и сальбутамол 100 мкг / спрей / BID, Ventolin HFA, GlaxoSmithKline Inc., Mississauga, ON). Эти две кошки были выписаны без серьезных клинических признаков. Данные, полученные после развития клинических признаков, были исключены из статистического анализа.

Демографические данные и стоматологические параметры

Породное и гендерное распределение показаны в таблице 1. Демографические данные, требования к пропофолу, анестезия, время процедуры и операции показаны в таблице 2. Стоматологические параметры показаны в таблице 3.Не было значительных различий между группами по информации, представленной в таблицах 2 и 3.

Таблица 2. Демографические данные, включая возраст, массу тела, оценку состояния тела, требования к пропофолу для введения анестетика, а также время анестезии, процедуры и операции.

Значения выражены как среднее ± стандартное отклонение, за исключением оценки состояния тела, которая указывается как медиана (диапазон).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0230079.t002

Оценка седативного эффекта

баллов по DIVAS показаны в таблице 4.Различий между группами не было ( p, > 0,160, df> 80,20). В обеих группах показатели DIVAS после седации и после операции через 0,5, 1 и 2 часа были значительно выше исходного уровня.

Таблица 4. Показатели динамической и интерактивной визуальной аналоговой шкалы (DIVAS) у кошек, перенесших удаление зубов после введения Симбадола или Ветергезика.

Значения выражены в виде медианы (диапазона).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0230079.t004

CMPS-F

баллов по шкале CMPS-F показаны в таблице 5. Значимых различий между группами не было ( p > 0,148, df> 44,29). В группе Vetergesic баллы по CMPS-F были выше через 4 и 8 часов в первый день и в 8 часов утра во второй день по сравнению с исходным уровнем. В группе Симбадола баллы по шкале CMPS-F были выше через 4 и 8 часов после операции в день 1 по сравнению с исходным уровнем ( p <0,001 в эти временные точки).

Таблица 5. Оценка боли по шкале оценки боли Glasgow Composite Measure Pain — Feline (CMPS-F) у кошек, перенесших удаление зубов после введения Симбадола или Ветергезика.

Значения выражены как среднее (SEM).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0230079.t005

Обида на прием лекарств

Возмущение наблюдалось во время введения бупренорфина у трех кошек в группе Vetergesic (3/12 кошек; 25%; две кошки на 2-й день и одна кошка на 3-й день) и ни у одной из кошек в группе Simbadol (0/11 ; 0%) ( p = 0,12).

Спасательная анальгезия

Rescue анальгезия была назначена четырем кошкам в группе Vetergesic (4/12 кошек; 33.3%) и трех кошек в группе Симбадола (3/11 кошек; 27,3%) (Таблица 6). Распространенность экстренной анальгезии не различалась между группами ( p = 0,56).

Обсуждение

Это исследование показало, что Симбадол оказывает анальгетический эффект, аналогичный Ветергезику, без недовольства при введении препарата кошкам с заболеваниями полости рта, подвергающимся стоматологическому лечению. Оценка боли существенно не различалась между видами лечения; тем не менее, по сравнению с исходным уровнем показатели боли значительно увеличивались в группе Vetergesic дольше, чем Simbadol.Этот результат позволяет предположить, что обезболивающий эффект однократной дозы Симбадола (подкожное введение 0,24 мг / кг) может быть более продолжительным при удалении зубов у кошек по сравнению с режимами дозирования, используемыми в группе Ветергетиков (внутримышечное введение 0,02 мг / кг). кг каждые 8 ​​часов). Доза Ветергезика была основана на рекомендациях на этикетке в Канаде, где препарат используется для послеоперационного обезболивания в дозе 0,01–0,02 мг / кг внутримышечно с возможностью повторения второй дозы через два часа после первой инъекции, если необходимо.В качестве альтернативы, использование других классов анальгетиков (например, мультимодальная анальгезия) также рекомендуется на этикетке, как это было сделано в этом исследовании с комбинацией местных анестетиков и НПВП. Частота применения Ветергезика определялась исходя из продолжительности обезболивающего эффекта бупренорфина [15,16]. Кроме того, в исследовании была предпринята попытка имитировать внутримышечные инъекции, которые можно было бы использовать в клинической практике при отсутствии внутривенного катетера. Однако есть основания утверждать, что внутривенное введение бупренорфина могло вызвать более сильное обезболивание, чем внутримышечное введение.Также можно утверждать, что обезболивающие эффекты Ветергезика могли быть более подходящими, если бы инъекции производились каждые 6 часов, однако это привело бы к еще большей распространенности недовольства во время приема препарата, что поставило бы под угрозу благополучие кошек. Действительно, три кошки в группе Vetergesic проявили негодование, и эта разница значительно отличалась бы от Simbadol, если бы еще одна кошка в группе Vetergesic испытывала негодование. Поскольку известно, что внутримышечные инъекции болезненны [17], частота инъекций должна быть минимизирована, насколько это возможно, по этическим соображениям [18].В этом исследовании также можно было рассмотреть буккальный (трансмукозальный) путь введения. Однако после введения бупренорфина кошкам не удалось добиться клинической анальгезии [19], особенно с учетом того, что кошки перенесли стоматологическую процедуру, а наличие швов и воспаления может помешать использованию буккального введения. Поэтому, наконец, в этом исследовании это не рассматривалось как вариант обезболивания. В практике кошек введение анальгетиков следует проводить в зависимости от потребностей пациента с использованием систем оценки боли, а не заранее установленного режима [20].Это особенно верно, если учесть индивидуальную изменчивость после введения внутримышечно гидрохлорида бупренорфина [6,7]. Например, продолжительность термической антиноцицепции составила всего 60 минут, даже с учетом относительно длительного периода полувыведения, составляющего 460 ± 285 минут [6]. Этот разрыв часто объясняется отрицательным гистерезисом, когда концентрация препарата в плазме не соответствует анальгетической эффективности. С другой стороны, п / к введение симбадола 0,24 мг / кг вызывало тепловую антиноцицепцию до 24 часов [8].Это должно объяснить, почему оценка боли вернулась к исходным значениям утром 2-го дня в группе Симбадола. Тем не менее, оба вида лечения дали одинаковые оценки боли и распространенность спасательной анальгезии.

Возможно, существует опасение, что мультимодальная анальгезия могла повлиять на наши результаты. С другой стороны, все кошки получали мелоксикам и блокаду местного анестетика с бупивакаином, что позволило сравнить дизайн исследования Ветергезик и Симбадол в составе мультимодальной анальгезии.Введение блокады зубного нерва бупивакаином могло повлиять на оценку ранней послеоперационной боли, поскольку время между последней блокадой зубного нерва и окончанием анестезии составляло примерно 1,5 часа. Однако в обеих группах некоторым кошкам требовалось раннее введение обезболивающего, что указывает на то, что бупренорфин в сочетании с блокадой зубного нерва и НПВП может не обеспечивать адекватного обезболивания у некоторых людей. Об этих результатах также сообщалось после введения гидроморфона кошкам, перенесшим удаление зубов, подчеркивая, что тяжелое заболевание полости рта и удаление зубов вызывают сильную послеоперационную боль, требующую частого и длительного приема опиоидов [4].В этом исследовании агонист опиоидных рецепторов (гидроморфон) вводился в качестве обезболивающего для спасения кошек, предварительно получавших частичный агонист μ-опиоидных рецепторов (бупренорфин). Комбинация этих двух опиоидных анальгетиков может быть неоптимальной и не идеальной. Однако оценка боли проводилась постоянно, чтобы обеспечить комфорт пациента и подтвердить эффективность гидроморфона.

В это исследование были включены кошки на основании количества и места удаления зубов, как сообщалось ранее [4].В вышеупомянутом исследовании степень тяжести заболевания полости рта (минимальная и тяжелая) определялась как стоматологические баллы ≤ или> 7, соответственно, и 91,7% кошек с тяжелым заболеванием полости рта требовали экстренной анальгезии даже после введения гидроморфона в рамках премедикации в период премедикации. Сочетание с местными анестетиками и НПВП. В этом исследовании пороговое значение для стоматологических баллов было ниже (т. Е. ≥ 6), чем в нашем предыдущем исследовании, потому что авторы считали, что этот более низкий балл уже вызывает достаточную послеоперационную боль и воспаление, что позволяет изучить различные обезболивающие.Более низкий балл также облегчил набор пациентов. Однако этим можно объяснить более низкую распространенность спасательной анальгезии в этом исследовании (примерно 30%) по сравнению с предыдущим с использованием гидроморфона у кошек. Групповое распределение было выполнено случайным образом, и все демографические данные и стоматологические параметры, указывающие на тяжесть заболевания полости рта, не различались между группами лечения, что делает разумным сравнение анальгетической эффективности двух видов лечения.

В этом исследовании есть ограничения.Во-первых, оценка боли проводилась на основе моментов времени после экстубации, а не введения бупренорфина утром первого дня. Таким образом, пациенты оценивались в разные моменты времени из-за разной продолжительности операции. Однако время анестезии, процедуры и хирургического вмешательства существенно не различались между группами, что сводит к минимуму эту потенциальную погрешность в оценке боли. Во-вторых, дозы, концентрации и способы введения Ветергезика и Симбадола различаются, что может влиять на их обезболивающую эффективность у кошек.Симбадол представляет собой высококонцентрированный препарат бупренорфина (1,8 мг / мл), одобренный для подкожного введения с использованием высоких доз препарата (0,24 мг / кг), тогда как ветергетический препарат имеет более низкую концентрацию (0,3 мг / мл) и более низкие рекомендуемые дозы введения. (0,02 мг / кг в / м). Можно утверждать, что сравнения двух препаратов с использованием таких режимов дозирования неуместны. Согласно предыдущим исследованиям, Симбадол (0,24 мг / кг п / к) и стандартные концентрации бупренорфина (0,3 мг / мл; 0.02 мг / кг внутримышечно) имеют разный период полувыведения (12,3 часа и 7,7 часа), время достижения пиковых концентраций в плазме (0,08 часа и 0,05 часа) и продолжительность антиноцицептивного эффекта (24 часа и от 1 до 4 часов при дозах 0,01). –0,02 мг / кг) соответственно [6,8,20]. Хотя способ введения можно было стандартизировать (т.е. подкожно), подкожное введение бупренорфина в дозе 0,3 мг / мл не вызывало теплового антиноцицептивного эффекта по сравнению с внутримышечным или внутривенным введением [6].В-третьих, негодование по поводу приема лекарств оценивалось с использованием дихотомических средств оценки (то есть наличие или отсутствие). Насколько известно авторам, не существует проверенных способов оценки недовольства кошками введением лекарств. В идеале негодование должно быть оценено наблюдателем, который не знал о лечении, с использованием утвержденной шкалы, если таковая существует. Возмущение по поводу приема лекарств было, вероятно, выше в группе Vetergesic из-за количества инъекций с использованием внутримышечного пути введения, как обсуждалось ранее.Более подходящее сравнение включало бы, по крайней мере, имитацию инъекций / плацебо три раза в день в группе Симбадола, однако этого не делали, чтобы избежать ненужного дополнительного стресса для этих кошек. Наконец, оценки боли были исключены из статистического анализа после обезболивания, что могло снизить эффективность исследования и внести систематическую ошибку отбора. Однако распространенность экстренной анальгезии использовалась в качестве важного результата, и она не различалась значительно между группами, подтверждающими наши выводы.

Заключение

Это исследование показало, что и Симбадол, и Ветергезик оказывали сходные анальгетические эффекты при использовании мультимодального обезболивающего протокола, включающего местную анестезию нервов и мелоксикам у кошек, перенесших удаление зубов. Однако оценка боли в группе Vetergesic, но не в группе Simbadol, была все еще значительно выше утром 2-го дня по сравнению с исходными значениями. Это потенциально указывает на то, что Симбадол может оказывать более продолжительное обезболивающее действие, чем Ветергезик, при режимах дозирования, использованных в этом исследовании.Частота и способ введения препарата Ветергезик (то есть каждые 8 ​​часов внутримышечно) могут вызвать большее недовольство (то есть отвращение), чем Симбадол (то есть каждые 24 часа подкожно).

Благодарности

Drs. Элен Рюэль, Беатрис Монтейро и Трюк Дьеп, стоматологическая служба Центра ветеринарного медицинского обслуживания (CHUV) и всех приютов, участвовавших в исследовании. Д-р Ватанабе является стипендиатом программы стипендий на докторские исследования для иностранных студентов Министерства образования и высшего образования Квебека.

Ссылки

1. 1.
   Acs G, Lodolini G, Kaminsky S, Cisneros GJ. Влияние грудного кариеса на массу тела в педиатрической популяции. Педиатр Дент. 1992; 14: 302–305. pmid: 1303533
2. 2.
   Беллоуз Дж., Берг М.Л., Деннис С., Харви Р., Лобпрайз Х. Б., Снайдер С. Дж. И др. Руководство AAHA по уходу за зубами для собак и кошек, 2019 г. J Am Anim Hosp Assoc. 2019; 55: 49–69. pmid: 30776257
3. 3.
   Niemiec B, Gawor J, Nemec A, Clarke D, Tutt C, Gioso M et al.Глобальные стоматологические рекомендации Всемирной ветеринарной ассоциации мелких животных. https://www.wsava.org/WSAVA/media/Documents/Guidelines/Dental-Guidleines-for-endorsement_0.pdf (по состоянию на 30 августа 2019 г.).
4. 4.
   Watanabe R, Doodnaught G, Proulx C., Auger JP, Monteiro B., Dumais Y et al. Междисциплинарное исследование боли у кошек, перенесших удаление зубов: проспективное слепое клиническое испытание. PLoS One. 2019; 14: e0213195. pmid: 30822336
5. 5.
   Саймон Б.Т., Стигалл П.Настоящее и будущее опиоидных анальгетиков в практике мелких животных. J Vet Pharmacol Ther. 2017; 40: 315–326. pmid: 27

   1

6. 6.
   Стигалл П.В., Пеллиганд Л., Джордано Т., Обергер С., Сир Дж.В., Луна С.П. и др. Фармакокинетическое и фармакодинамическое моделирование внутривенного, внутримышечного и подкожного введения бупренорфина у находящихся в сознании кошек. Vet Anaesth Analg. 2013; 40: 83–95. pmid: 22998333
7. 7.
   Стигалл П.В., Монтейро-Стигалл Б.П., Тейлор П.М. Обзор исследований с применением бупренорфина на кошках.J Vet Intern Med. 2014; 28: 762–770. pmid: 24655078
8. 8.
   Doodnaught GM, Монтейро Б.П., Бенито Дж., Эдж Д., Бодри Ф., Пеллиганд Л. и др. Фармакокинетическое и фармакодинамическое моделирование после подкожного, внутривенного и буккального введения высококонцентрированного препарата бупренорфина в сознании кошек. PLoS One. 2017; 12: e0176443. pmid: 28445495
9. 9.
   Джордано Т., Стигалл П.В., Феррейра Т.Х., Минто Б.В., де Са Лорена С.Е., Брондани Дж. И др. Послеоперационный обезболивающий эффект от внутривенного, внутримышечного, подкожного или перорального введения бупренорфина через слизистую оболочку кошек, перенесших овариогистерэктомию.Vet Anaesth Analg. 2010; 37: 357–366. pmid: 20636568
10. 10.
    Бенито Дж., Монтейро Б., Лавуа А.М., Бошан Дж., Ласселлес BDX, Стигалл П.В. Обезболивающая эффективность внутрибрюшинного введения бупивакаина кошкам. J Feline Med Surg. 2016; 18: 906–912. pmid: 26467541
11. 11.
    Стигалл П.В., Бенито Дж., Монтейро Б.П., Doodnaught GM, Бошам Дж., Евангелиста М.С. Обезболивающие эффекты габапентина и бупренорфина у кошек, перенесших овариогистерэктомию, с использованием двух систем оценки боли: рандомизированное клиническое испытание.J Feline Med Surg. 2018; 20: 741–748. pmid: 28920534
12. 12.
    Рид Дж., Скотт Э.М., Кальво Дж., Нолан А.М. Окончательная шкала острой боли Глазго для кошек: уровень валидации и вмешательства. Vet Rec. 2017; 180: 449. pmid: 28130405
13. 13.
    Стигалл П.В., Тейлор П.М., Родригес Л.К., Феррейра Т.Х., Минто Б.В., Агиар А.Дж. Обезболивание кошек после овариогистерэктомии с применением бупренорфина или карпрофена по отдельности или в комбинации. Vet Rec. 2009; 164: 359–363. pmid: 19305006
14. 14.Евангелиста М., Бенито Дж., Монтейро Б.П., Ватанабе Р., Doodnaught GM, Pang DSJ et al. Применение шкалы кошачьей гримасы в реальном времени и влияние седативных средств и хирургического вмешательства. Осеннее собрание Ассоциации ветеринарных анестезиологов. Бельгия, 11-13 сентября 2019 г.
15. 15.
    Куканич Б., Визе А.Дж. Опиоиды In: Grimm KA, Lamont LA, Tranquilli WJ, Greene SA, Robertson SA editors. Ветеринарная анестезия и анальгезия — пятое издание журнала Lumb and Jones. Эймс, Уайли Блэквелл; 2015 г.С. 207–226.
16. 16.
    Эпштейн ME. Опиоиды В: Gaynor JS, Muir WW editors. Справочник по ветеринарному лечению боли, 3-е издание. Сент-Луис, Эльзевьер; 2015. С. 161–195.
17. 17.
    Герни М., Криппс П., Мосинг М. Подкожное преанестезиологическое лечение с ацепромазин-бупренорфином эффективно и менее болезненно, чем внутримышечный путь. J Small Anim Pract. 2009; 50: 474–477. pmid: 19769668
18. 18.
    Тейлор П.М., Луангдилок СН, Сир Дж. У. Фармакокинетическая и фармакодинамическая оценка высоких доз бупренорфина, вводимых кошкам в виде высококонцентрированных препаратов.J Feline Med Surg. 2016; 18: 290–302. pmid: 25944578
19. 19.
    Стигалл П.В., Монтейро Б.П. Острая боль у кошек: последние достижения в клинической оценке. J Feline Med Surg. 2019; 21: 25–34. pmid: 30320529
20. 20.
    Slingsby LS, Murrell JC, Taylor PM. Бупренорфин в сочетании с налоксоном в соотношении 15: 1 не усиливает антиноцицепцию бупренорфина у здоровых кошек. Vet J. 2012; 192: 523–524. pmid: 22030474

Диминазен у кошек: пилотное исследование токсичности